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·标准与讨论·
多参数流式细胞术检测急性白血病及浆细胞肿瘤微小残留病中国专家共识（２０１７年版）
中国免疫学会血液免疫分会临床流式细胞术学组
Ｅｘｐｅｒｔｃｏｎｓｅｎｓｕｓｏｎｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆａｃｕｔｅｌｅｕｋｅｍｉａａｎｄｐｌａｓｍａｃｅｌｌｎｅｏｐｌａｓｍｓｂｙｍｕｌｔｉ—ｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙＣｈｉｎｅｓｅＳｏｃｉｅｔｙｏｆＩｍｍｕｎｏｌｏｇｙ，ＣｌｉｎｉｃａｌＦｌｏｗ
ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＧｒｏｕｐＣｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇａｕｔｈｏｒｓ．＂ＬｉｕＹａｎｒｏｎｇ，
ｙｒｌｉｕｌ６３＠１６３．ｅｏｍ，。
ＳｈａｏＺｏｎｇｈｏｎｇ，ｓｈａｏｚｏｎｇｈｏｎｇ＠ｓｉｎａ．ｃｏｍ Ｅｍａｉｌ：Ｅｍａｉｌ： 多参数流式细胞术（ｍｕｌｔｉｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙ，ＭＰ—ＦｃＭ）是运用不同荧光标记的多种抗体组合对造血细胞表面或胞内抗原的表达状况进行检测，进而对细胞的系列来源、分化程度、表型异常与否进行分析判断的高通量、高敏感性检测技术，其在恶性血液病的诊断分型、治疗监测、预后评估及治疗靶点筛查中已成为必不可少的实验诊断手段’１～。
微小残留病（ｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅ，ＭＲＤ）是指恶性血液病经过治疗达到血液学完全缓解后体内残存的通过形态学等传统方法无法检测到的任何水平的微量肿瘤细胞状态。
３“Ｊ。
近年来，也有学者根据现有检测技术的局限性将ＭＲＤ定义为可检测的残留病（ｍｅａｓｕｒａｂｌｅｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅ）。
运用ＦＣＭ检测恶性血液病ＭＲＤ的研究始于２０世纪８０年代，利用２～４色ＦＣＭ对急性白血病的治疗后样本进行检测，并基于在正常细胞分布之外的“空白”区域检测到异常表型的理论对ＭＲＤ进行分析鉴别。
５刮；在过去的１０年中，随着ＦＣＭ水平的不断提高，特别是８～１０色ＭＰ—ＦＣＭ在ＭＲＤ检测中体现出敏感性高、特异性好、适用范围广的优势，ＭＲＤ的ＦＣＭ检测从小规模样本的临床研究发展到大规模样本的临床验证，目前已成为恶性血液病临床疗效判断和预后分层的重要依据，而基于ＭＲＤ指导下 ＤＯＩ：１０．３７６０／ｃｍａ．ｊ．ｉｓｓｎ．０２５３－２７２７．２０１７．１２．００１通信作者：刘艳荣，北京大学人民医院，１０００４４，Ｅｍａｉｌ ｙｒｌｉｕｌ６３＠１６３．ｃｏｒｎ；邵宗鸿，天津医科大学总医院，３０００５２，Ｅｍａｉｌｓｈａｏｚｏｎｇｈｏｎｇ＠ｓｉｎａｃｏｍ 的个体化治疗可以使不同危险度分层组中的患者避免过度治疗或治疗不足，以提高患者的长期生存率：７９ｊ。
然而，由于白血病等恶性血液病存在不同程度的克隆异质性、不同治疗方案对免疫表型和克隆筛选的影响、化疗后不同时问点骨髓造血恢复的状况不
一、不同基因背景的残留肿瘤细胞在复发时的增殖动力学不同等疾病自身因素的复杂性，以及不同检测中心在抗体组合、荧光搭配、样本处理、圈门策略、分析逻辑、主观经验、质控管理等诸多技术环节中的差异，目前国内外对于ＭＲＤ的检测和分析还缺乏规范化，导致对ＭＲＤ检测结果的临床解读和预后评估标准存在不一致性。
为了使国内各检测中心对于ＭＲＤ的ＦＣＭ检测和分析逐步实现规范化和标准化，在可控因素范围内尽量减少检测结果之间的差异，中国免疫学会血液免疫分会临床流式细胞术学组通过各种学术讨论、多中心室问比对等一系列努力，形成了基于ＭＰ—ＦＣＭ检测ＭＲＤ的国内共识，供大家参考，也希望在此基础上不断完善，以期提高我国恶性血液病ＭＲＤ检测的整体水平。
本共识涉及病种包括急性髓系白血病（ａｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ，ＡＭＬ）、急性Ｔ淋巴细胞白血病（Ｔ－ｃｅｌｌ ｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ／ｌｙｍｐｈｏｍａ，Ｔ－ＡＬＬ），急性Ｂ淋巴细胞白血病（Ｂ—ｃｅｌｌｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ／ｌｙｍｐｈｏｍａ，Ｂ—ＡＬＬ）和 浆细胞肿瘤（ｐｌａｓｍａｃｅｌｌｎｅｏｐｌａｓｍｓ，ＰＣＮ）。
一、ＭＲＤ检测原理及方法（一）ＭＲＤ检测原理ＦＣＭ检测ＭＲＤ的原理是通过分析细胞表面或 胞内一系列抗原的表达模式来识别只在白血病细胞中出现而正常骨髓中不存在或存在比例极低的免疫表型，即“白血病相关免疫表型”（１ｅｕｋｅｍｉａ—ａｓｓｏｃｉａｔｅｄｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｅｓ，ＬＡＩＰ）。
根据抗原表达特点将ＬＡＩＰ分为以下几种表现形式：跨系抗原表达、非同步抗原表达、抗原表达量异常、散射光信号异常以及表达少数白血病特异性抗原（如 / 生堡鱼速堂苤盍２Ｑ！！生１２月筮３８鲞筮１２期￡丛！』堕！坐！！！！，旦！！！坐ｂ盟２Ｑ１２：Ｙ！！．３８：盟！．１２ ＮＧ２）。
跨系抗原是指某一系列的细胞表达其他系
列的抗原，如Ｂ—ＡＬＬ的白血病细胞中表达髓系抗原ＣＤ６６Ｃ、ＣＤｌ３、ＣＤ３３等；非同步抗原表达是指应该分别出现在分化早期和晚期的抗原同时出现，如ＡＭＬ中ＣＤｌｌｂ（晚期）和ＣＤ３４（早期）共表达；抗原表达量异常指与同系列、相同分化阶段的正常造血细胞比较，白血病细胞中某些抗原的表达强度明显异常，包括减低（１０ｗｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ，ｌｏｗ）、缺失或升高（ｂｒｉｇｈｔｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ，ｂｒｉ），如正常ＣＤｌ９＋ＣＤ３４＋Ｂ系原始淋巴细胞应该高表达ＣＤ３８，Ｂ—ＡＬＬ中白血病细胞则低表达甚至不表达ＣＤ３８。
另外，白血病细胞经常出现前向散射光（ｆｏｒｗａｒｄｓｃａｔｔｅｒ，ＦＳＣ）和侧向散射光（ｓｉｄｅｓｃａｔｔｅｒ，ＳＳＣ）的改变，也可以作为识别白血病细胞的依据¨““］。
检测ＭＲＤ选用的抗原主要包括三部分：①设门所用的抗原，为系列敏感性高的抗原，能初步圈定某一系列所有细胞，如Ｔ系的胞质ＣＤ３（ｃｙＣＤ３）或ＣＤ７、Ｂ系的ＣＤｌ９、髓系的ＣＤｌｌ７，以及浆细胞的ＣＤ３８和ＣＤｌ３８。
②确定相应系列早期分化的抗原，可识别该系列原始、幼稚细胞群体及亚型，如Ｂ系的ＣＤ４５、ＣＤｌ０、ＣＤ３４和核ＴｄＴ（ｎＴｄＴ），Ｔ系的膜ＣＤ３（ｍＣＤ３）、ＣＤ３４、ｎＴｄＴ和ＣＤ９９，髓系的ＣＤ３４、ＣＤｌｌ７、ＨＬＡ．ＤＲ和ＣＤ３８。
③白血病相关的异常抗原，能区分白血病细胞和对应系列的正常幼稚细胞，主要指ＬＡＩＰ涉及的抗原。
前两部分抗原虽然有上述的作用，但同时这些抗原在白血病中也会出现抗原表达的异常，也可以表现为ＬＡＩＰ，如Ｂ—ＡＬＬ中ＣＤｌ０强表达、ＣＤ２０和ＣＤ３４共表达等均可以作为跟踪白血病细胞的依据，因此具有多方面的作用ｍ１。
（二）ＭＲＤ检测方法在ＭＲＤ数据分析的实际应用中，主要存在２种方法：第一种，根据患者发病时的ＬＡＩＰ设计特异性的抗体组合，选择固定的门（ｇａｔｅ）对特定的细胞群进行设门分析，例如对发病时具有ＣＤｌ０＋ＣＤ３８一ＬＡＩＰ特征的Ｂ．ＡＬＬ患者，通常以ＣＤｌ９＋细胞设门，重点分析是否存在ＣＤｌ０＋ＣＤ３８一细胞；第二种，始终以同系列相同分化阶段的正常细胞作为对照，在每次检测时观察是否存在与正常细胞表型不同的细胞群体，即“不同于正常细胞表型”（ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ—ｆｒｏｍ—ｎｏｒｍａｌ，ＤＦＮ）的方法。
第一种方法的优点是对于初学者比较容易掌握，但缺点是依赖初治时的免疫表型，如果初治时没有检测免疫分型，则无法进行ＭＲＤ检测；另外， 在疾病的进展过程中，由于不同治疗方案对白血病细胞分化、克隆筛选以及表型漂移等因素的影响，仅依据初治ＬＡＩＰ及固定门分析ＭＲＤ时，有可能导致假阴性结果凹，”。
１“。
第二种方法避免了第一种方法的缺点，在ＭＲＤ监测过程中可以及时发现病情变化后新出现的ＬＡＩＰ表型，提高检测的敏感性；但需要检测者熟练掌握正常细胞不同系列、不同分化阶段、不同种抗原表达的规律，包括抗原出现的时序性及抗原表达量的强弱变化规律。
因此，对检查者的经验要求较高。
而对于ＡＭＬ患者，因抗原变化较复杂，为避免漏诊，需要每次筛查较多的抗原，从而会增加每次检测的费用。
对于Ｔ－ＡＬＬ及Ｂ—ＡＬＬ，目前研究表明，单管８～１０种抗原同时检测，几乎可以覆盖所有的患者。
我们主张两种方法要有机地结合起来，即如果能够依据第一种方法的原则进行检测时，也要兼顾第二种方法的原则，既要关注发病时的ＬＡＩＰ，同时也要关注是否出现新的“ＤＦＮ”的ＬＡＩＰ，以发挥第一种检测方法的优点及克服其缺点，达到既经济又准确的结果。
但如果不具备初治时免疫表型，只能采用第二种方法进行检测。
二、ＭＲＤ检测抗体选择及常用抗体组合推荐基于ＭＲＤ检测的方法不同，ＭＲＤ检测时抗体组合的选择主要参照以下原则：①有初发ＬＡＩＰ可供参考时，尽可能多地将ＬＡＩＰ涉及的抗原包括在ＭＲＤ检测的组合中。
②对于没有初发时免疫表型的患者，治疗后如果需要检测ＭＲＤ，只能参考同类型的白血病出现ＬＡＩＰ的频率，选择出现频率高的抗原及选取较多的抗体进行检测，以免漏检。
为了简化ＭＲＤ抗体组合的复杂性，本学组专家以两种方法中的相关抗原以及高频出现异常表达抗原的抗体作为骨架抗体，提出了不同类型白血病进行ＭＲＤ检测较通用的基本抗体组合，在此基础上，再根据不同患者的免疫表型个体化地补充第三类抗体（备选抗体），成为较完整的ＭＲＤ抗体组合，进行临床检测。
（一）ＭＲＤ检测的抗体选择１．Ｂ．ＡＬＬ：Ｂ—ＡＬＬＭＲＤ检测的关键是要与正常幼稚Ｂ淋巴细胞进行鉴别，尤其是在婴幼儿、青少年及化疗或造血干细胞移植后，骨髓中会出现大量再生的幼稚Ｂ淋巴细胞时。
Ｂ淋巴细胞系列和分化阶段相关抗原的抗体如ＣＤｌ９、ＣＤｌ０、ＣＤ３４、ＣＤ２０和ＣＤ４５首选为“骨架”抗体，同时ＣＤｌ０、ＣＤｌ９和ＣＤ３４的强表达，ＣＤ４５低表达以及ＣＤ２０和ＣＤ３４共 / 生堡查遗芏盈盍２鱼１２生１２旦筮３８鲞笠１２塑￡ｂｉ！』Ｈ！塑！￡！ｌ：Ｑ！！！也睦１２Ｑ！Ｚ：ｙ！！．３８：丛！Ｊ２ 表达等特征也可以作为识别白血病细胞的依据；其次人选在Ｂ—ＡＬＬ中高频出现异常表达抗原的抗体，如ＣＤ３８（约６０％）、ＣＤ８１（约８０％）和ＣＤ５８（约５０％），其中ＣＤ３８和ＣＤ８ｌ在Ｂ—ＡＬＬ中常见低表达甚至阴性，而ＣＤ５８则表现为过表达且治疗过程中表达较稳定；最后根据患者的免疫表型特征个体化地选择其他的ＬＡＩＰ的标志，如ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤ６６Ｃ、ＣＤｌ５、ＣＤ６５、ＣＤ７３、ＣＤｌ２３、ＣＤ３０４和ＣＤ８６等，以及所谓的白血病特异性抗原如ＮＧ２（ａｎｔｉ一７．１）。
其中ＮＧ２的表达与ＭＬＬ基因重排高度相关，该组基因重排患者除了特征性表达ＮＧ２外，主要免疫表型特征为ＣＤｌ９＋ＣＤ３４“一ｎＴｄＴ＋ＣＤｌ０一ＣＤｌ５＋或ＣＤ６５＋。
ＢＣＲ—ＡＢＬ阳性患者则高频表达髓系抗原如ＣＤ６６Ｃ、ＣＤｌ３或ＣＤ３３，同时ＣＤｌ０一ＣＤ３４¨ＣＤ３８”“。
另外，ｎＴｄＴ＋ＣＤ３４～、ＣＤ２１＋ＣＤ３４＋、ｃｙｌｇＭ（ｃｇ）＋ＣＤ３４＋、ｃｐ＋ｎＴｄＴ＋等非同步抗原表达也可作为跟踪白血病细胞的依据。
值得注意的是ｎＴｄＴ、ＣＤ３４和ＣＤｌ０等Ｂ系早期分化抗原在诱导治疗阶段易出现抗原表达下调现象，而晚期分化抗原如ＣＤ２０则常表达上调，这可能与皮质激素的诱导细胞分化作用相关［１２，”。
…。
另外，随着嵌合抗原受体（ＣＡＲ）．Ｔ细胞治疗的应用，ＣＤｌ９在白血病细胞上的表达可能会减弱或缺失，因此在ＣＡＲ．Ｔ－ＣＤｌ９治疗后，仅用ＣＤｌ９阳性细胞设门来罔出Ｂ淋巴细胞群体容易导致假阴性结果；有研究者建议增加ＣＤ２２和（或）ＣＤ２４设门可以避免这一现象。
”。
同理，部分ＣＤ２０阳性的Ｂ．ＡＬＬ患者如选择ＣＤ２０单克隆抗体治疗，ＭＲＤ检测时不应仅关注ＣＤ２０阳性异常Ｂ淋巴细胞。
２．Ｔ－ＡＬＬ：胸腺是正常Ｔ淋巴细胞分化发育的主要器官，骨髓和外周血中几乎检测不到幼稚Ｔ淋巴细胞，因此Ｔ－ＡＬＬ的ＭＲＤ检测基本不存在正常幼稚Ｔ淋巴细胞背景的干扰。
在Ｔ－ＡＬＬＭＲＤ检测中，判断骨髓或外周血中是否存在异常幼稚Ｔ淋巴细胞是检测的关键。
根据Ｔ淋巴细胞在胸腺中的抗原表达规律，幼稚Ｔ淋巴细胞相关的标志包括： ＣＤ３４、ｎＴｄＴ、ＣＤ９９、ＣＤｌａ、ＣＤｌ０、ｃｙＣＤ３＋／ｍＣＤ３
一、 ｍＣＤ３一ＣＤ４＋ＣＤ８＋等。
文献报道约９０％ｆｌ勺１Ｔ－ＡＬＬ患者表达ＣＤ９９或ｎＴｄＴ，４０％表达ＣＤ３４，但这些抗原在治疗早期经常出现表达下调。
但是，这些抗原仍是鉴定幼稚Ｔ淋巴细胞较好的标志。
大部分Ｔ．ＡＬＬ患者不表达或低表达ｍＣＤ３，而ｃｙＣＤ３阳性，ＣＤ７多见异常高表达，因此最好采用ｃｙＣＤ３进行设门，“骨架”抗体中应该包含ｍＣＤ３、ｃｙＣＤ３、ＣＤ７、ＣＤ４５。
可 以依据ｍＣＤ３、ｃｙＣＤ３和ＣＤ４５的表达判断是否存在幼稚Ｔ淋巴细胞。
在Ｔ－ＡＬＬ中，ｃＤ５低表达多见，尤其在ＥＴＰ（ｅａｒｌｙＴｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｃｙｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ）中。
ＣＤ２在ｐｒｏ—Ｔ－ＡＬＬ中表达缺失，组合中最好同时包含这些抗原；由于ＣＤ２和ＣＤ７在ＮＫ和Ｔ淋巴细胞中都可以表达，而且部分ＮＫ细胞也 可以表达ｃｙＣＤ３，因此ＭＲＤ检测时最好加入ＣＤ５６和（或）ＣＤｌ６以去除ｃｙＣＤ３＋ｍＣＤ３一ＮＫ细胞群体的干扰。
如果Ｔ－ＡＬＬ初发时表达ＣＤ５６，则也可将ＣＤ５６作为异常抗原。
其他在Ｔ－ＡＬＬ中表达而正常骨髓或外周血Ｔ淋巴细胞一般不表达的抗原，如ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤｌｌ７、ＣＤｌｌｂ和ＣＤ６５等，则可以根据具体情况选用相同荧光素标记。
ＣＤ４４在Ｔ＿ＡＬＬ中常可见异常低表达，也可在ＭＲＤ检测组合中使用。
ＣＤ４和ＣＤ８在Ｔ－ＡＬＬ中可以出现双阴性、双阳性或单阳性，在荧光通道有空余或者通过上述标志不能鉴别异常Ｔ淋巴细胞时，可选择这两种抗原。
文献报道ＣＤ３、ＣＤ４、ＣＤ８、ＣＤ２、ＣＤ５、ＣＤ７治疗后表达较稳定。
１４－”
一，但要注意，只出现ＣＤ３、ＣＤ２、ＣＤ５、ＣＤ７表达强度异常，甚至ＣＤ４＋ＣＤ８＋，也可见于周围型淋巴瘤，只有结合初治时表型，或者同时具有其他幼稚Ｔ淋巴细胞的表型才能判断为ＭＲＤ阳性。
３．ＡＭＬ：髓系原始细胞通常表现为ＣＤ３４＋ＣＤｌｌ７＋或者ＣＤ３４一ＣＤｌｌ７＋，ＨＬＡ．ＤＲ在髓系不同阶段和亚型中表达有所不同。
因此，ＣＤ３４、ＣＤｌｌ７、ＨＬＡ—ＤＲ、ＣＤ４５人选为ＡＭＬ的“骨架”抗体。
另外ＣＤｌ３和ＣＤ３３的表达情况可以较好地区分正常和异常造血，ＣＤ３８在正常原始细胞中高表达，而白血病细胞中常见低表达，尤其是骨髓增生异常综合征转化的ＡＭＬ［７］。
除上述抗原以外，交叉抗原对于区分正常和异常造血很重要，也应该人选，如ＣＤ５６、ＣＤｌ９、ＣＤ２、ＣＤ４和ＣＤ５等。
多个交叉抗原同时表达时可以选用同种荧光素标记。
由于ＣＤ７在ＡＭＬ中表达较为特殊（正常髓系原始细胞中可见低表达），建议单独标记。
同时，初发时若存在非同步抗原表达如ＣＤ３４＋ＣＤｌｌｂ＋、ＣＤ３４＋ＣＤ６４＋、ＣＤ３４＋ＣＤｌ５＋等，ＭＲＤ检测组合中也可将这些抗原入选。
ＣＤｌ２３在ＡＭＬ中可见表达明显上调，ＮＧ２的异常表达在ＡＭＬ中也有一定的发生频率，初发时如果阳性，这两种抗原也可人选。
因为骨髓中ＣＤ３４＋细胞群体主要包含ＣＤｌ０＋Ｂ系原始细胞和ＣＤｌ０一髓系原始细胞，如果检测通道有空余的话，建议ＡＭＬ的ＭＲＤ检测组合中加人ＣＤｌ０，尤其是ＣＤ３４＋ＣＤｌｌ，ｏｗ，－ＡＭＬ，去 / 空堡血遗堂苤圭２Ｑ１２生１２爿笙３８鲞箜１２期￡ｈｉ！』Ｈ！堕！！！！，旦！！！也！丝１２Ｑ１２，ｙ！！．３８：盥！：１２ 除ＣＤＩＯ＋ＣＤ３４＋Ｂ系原始细胞群体更有利于识别异常髓系原始细胞；同时也可以观察骨髓Ｂ系的重建状态“。
对于急性早幼粒细胞白血病（ＡＰＬ）而言，ＰＭＬ．ＲＡＲｅｒ融合基因检测的特异性和灵敏度都显著高于ＦＣＭ，在此不做特别的抗体推荐。
４．ＰＣＮ：ＣＤ３８和ＣＤｌ３８通常用来界定浆细胞群体，ＣＤｌ９和ＣＤ５６可以较好地区分正常和异常浆细胞，ＰＣＮ的“骨架”抗体应包含ＣＤ３８、ＣＤｌ３８、ＣＤ５６、ＣＤｌ９、ＣＤ４５。
正常浆细胞群体ＣＤ３８¨ＣＤｌ３８“且非限制性表达胞质免疫球蛋白ｋａｐｐａ或ｌａｍｂｄａ轻链（ｃｙＫ或ｃｙ九）。
绝大部分正常浆细胞为 ＣＤ１９＋ＣＤ５６一ＣＤ４５＋ＣＤ２０ＣＤ２７＋ＣＤ２８一ＣＤ８１＿ＣＤ１１７
一 ＣＤ２００。
＋，符合典型的正常浆细胞免疫表型特征；有一小部分正常浆细胞（低于总浆细胞群体的３０％）可以ＣＤ１９一或ＣＤ５６＋或ＣＤ４５。
”“或ＣＤ２０＋或ＣＤ２７““或ＣＤ２８＋或ＣＤ２００ｈ１，这些非典型的免疫表型一般不会同时出现，最重要的是ｃｙＫ／ｃｙＸ为非限制性表达。
异常浆细胞的免疫表型可以表现为ＣＤ３８、ＣＤｌ９、ＣＤ４５、ＣＤ２７、ＣＤ８１的异常低表达或不表达，以及ＣＤ２０、ＣＤ２８、ＣＤ５６、ＣＤｌｌ７、ＣＤ２００的异常表达，而且限制性表达ｃｙＫ或ｃｙ九轻链。
ＣＤ８１“”、ＣＤｌｌ７＋和ＣＤ３８”“一般只出现在异常浆细胞中，特异性较高，建议ＭＲＤ检测组合中包含这些抗原。
ＣＤ２７在大 部分正常浆细胞中高表达，而ＰＣＮ中可见表达明显减低，而且发生频率较高，也可包含在检测组合中２２。
３｜。
由于检测胞质免疫球蛋白轻链（ｃｙＫ和ｃｙＸ）需要洗涤、透膜，步骤较多，易造成细胞的丢失，因此国外的有些学者认为在膜抗体检测数量足够多的情况下（这些组合中往往包括ＣＤ２７、ＣＤ８１等８种抗体）可以不用检测ｃｖＫ和ｃｙＸ。
关于是否需要检测ｃｙｔｃ和ｃｙ
九，目前国内外仍存在争议。
本学组专家认为胞质免疫球蛋白轻链的限制性表达对于确定克隆性浆细胞是最直接的证据，在使用抗体相对较少时，还是建议进行检测，因此这两种抗原也纳入骨架抗体中。
异常浆细胞还可以表达ＣＤｌ３、ＣＤ３３等交叉抗原，其他抗原如ＣＤ２８在ＰＣＮ中表达上调，可视仪器配置情况酌情选用。
值得注意的是，部分骨髓瘤患者的异常浆细胞可以低表达或者不表达ＣＤｌ３８，初步设门圈定浆细胞群体时要注意结合其他标志。
（二）ＭＲＤ检测的抗体组合推荐基于目前国内外的报道以及国内各大实验室的经验，本共识对急性白血病以及浆细胞肿瘤的ＭＲＤ检测抗体组合给出了骨架抗体组合及备选抗体的推荐表（表１、２）。
并列出了８色和１０色两种抗体组合，对于大部分ＡＬＬ和ＰＣＮ来说，基本上可以 表１推荐的微小残留病检测抗体组合 注：Ｂ—ＡＬＬ：急性Ｂ淋巴细胞白血病；Ｔ－ＡＬＬ：急性Ｔ淋巴细胞白血病；ＡＭＬ：急性髓系白血病；ＰＣＮ：浆细胞肿瘤；Ｘ：预留通道；８推荐克隆
ＵＣＨＴｌ；６建议选用ＰＥ－ＣＹ５．５标记的单抗；‘推荐克隆１０４Ｄ２，建议选用ＢＶ４２１标记的单抗；。
。
推荐多克隆抗体；’根据仪器配置选择ＢＶ６０５（如ＢＤ公司Ｃａｎｔｏ）或ＥＣＤ（如ＢＣ公司ＮＡＶＩＯＳ） 表２推荐的备选抗体（用于表１中的预留通道检测） 疾病类型 备选抗体 Ｂ。
ＡＬＬＴ－ＡＬＬＡＭＬＰＣＮ ｎＴｄＴ（ｎＴｄＴ－６）、ＣＤ２２、ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤ６６Ｃ、ＣＤ６５、ＣＤｌ５、ＮＧ２（ａｎｔｉ一７．１）、ＣＤｌ２３、ＣＤ７３、ＣＤ３０４、ＣＤ８６、ＣＤ８１、ＣＤ２００等
ｎＴｄＴ（ｎＴｄＴ－６，？ＣＤ４ｊＣＤ８７ＣＤｌｏｉＣＤ３４ｊＣＤｌａ？ＣＤｌ３７ＣＤ３３７ＣＤｌｌ７７ＣＤｌｌｂ？ＣＤ６５７ＣＤ４４等ＣＤ５６７ＣＤｌ９７ＣＤ２７ＣＤ４ｊＣＤ５ｉＣＤ７７ＣＤｌｌｂ？ＣＤ６４７ＣＤｌ５７ＣＤｌ２３７ＮＧ２（ａｎｔｉ一７１，ＩＣＤｌ０等ＣＤｌｌ７７ＣＤ８１７ＣＤ２７ｉＣＤ２８７ＣＤｌ３ＩＣＤ３３７ＣＤ２０ＩＣＤ２２ＩＣＤ２００等 注：Ｂ—ＡＬＬ：急性Ｂ淋巴细胞白血病；Ｔ－ＡＬＬ：急性Ｔ淋Ｅｆｌｔ胞白血病；ＡＭＬ：急性髓系白血病；ＰＣＮ：浆细胞肿瘤。
括号内为推荐克隆 / 生堡血逋堂苤盍２Ｑ！！至１２爿箜３§鲞筮１２塑￡ｂｉ！』Ｈ！坐！！！！：卫！盟坐ｋ１
２Ｑ！！，ｙ！！．３８，盟！．１２ 满足ＭＲＤ检测的需求。
对于ＡＭＬ或者混合表型白血病，因免疫表型较为复杂，如果单管抗体组合不能满足需求，各单位可以因地制宜设计第二或第三管的抗体组合。
推荐组合中的荧光素搭配已由本学组经临床验证是可行的，供参考。
骨架抗体包含明确肿瘤细胞系列来源和分化阶段及高频出现异常表达的抗体，备选抗体则根据患者的初发免疫表型个体化选择。
对于只在特定系列的白血病细胞中表达而在对应的正常细胞中阴性或表达比例较低的抗原（抗原表达呈“无”到“有”模式），如Ｂ．ＡＬＬ中的ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤ６６Ｃ和ＮＧ２，ＰＣＮ中的ＣＤｌｌ７、ＣＤｌ３、ＣＤ３３，在荧光通道有限的情况下，可以同时选用多个同种荧光素标记的不同抗体，如Ｂ—ＡＬＬ中ＣＤ３３一ＰＥ和ＣＤ６６Ｃ—ＰＥ可以同时标记，但考虑到非特异荧光的叠加效应，同时使用的抗体数量一般不超过３个，并且将相对较“亮”的荧光素如ＰＥ或ＡＰＣ留给这些抗体，以提高检测灵敏度。
三、ＭＲＤ检测的相关临床问题有多种因素影响患者的预后分层，如患者的年龄、发病时白细胞计数、白血病亚型、肿瘤细胞的遗传学背景等，这些主要是治疗前相关预后因素。
而白血病ＭＲＤ是一个治疗后相关的预后分层因素，反映的是肿瘤细胞对不同治疗方案的敏感性，因此ＭＲＤ的检测和结果解读与治疗过程中诸多环节密切相关。
各检测中心应与临床进行较好的沟通与衔接，才能在检测样本的选择、检测时问点和检测频率的确定、检测阈值的界定、不同治疗方案对于骨髓造血恢复的影响、挽救治疗的时机选择等方面达到较好共识，进而对ＭＲＤ检测结果的解释和判断更加客观准确，真正实现ＭＲＤ指导下的个体化治疗。
（一）检测样本的选择（骨髓、外周血）由于不同类型恶性血液病的细胞起源、遗传学背景、生物学特征、药物敏感性等因素的影响，化疗后不同时期，骨髓和外周血中肿瘤细胞的清除速率存在不同程度的差异。
在ＡＭＬ的研究中发现，在化疗后早期（３—７ｄ），由于尚未达到形态学缓解，外周血中还存在一定负荷的肿瘤细胞，因此在早期采取创伤性较小的外周血检测，背景细胞的干扰很少，ＭＲＤ检测的敏感性和特异性较高。
通过计算肿瘤负荷下降的速度可以判断其对治疗方案的敏感性，对于疾病的预后分层有一定的指导意义。
而在达到形态学缓解后，骨髓的检测要明显优于外周血检测，二者的检测敏感 性至少相差一个对数级２４之ｎ。
国外的大样本研究证实，Ｔ－ＡＬＬ的ＭＲＤ检测 由于具有比较特异的ＬＡＩＰ，因此较易在骨髓和外周血中检出，Ｔ－ＡＬＬ的ＭＲＤ检测在外周血的检测敏感性大致接近或略低于骨髓（约减低１个对数级），因此在治疗早期骨髓和外周血的检测敏感性接近、８２７。
８。
在Ｂ．ＡＬＬ的ＭＲＤ检测对比研究中发现，外周血的ＭＲＤ检测敏感性比同期骨髓减低了１—３个对数级，因此对于Ｂ—ＡＬＬ的ＭＲＤ检测建议首选骨髓。
另外，由于儿童Ｂ—ＡＬＬ治疗方案已实现标准化，并且方案中已纳入了ＭＲＤ的指导策略，国外对于骨髓样本的抽取强烈推荐选取第一管骨髓，以避免在抽取过程中造成不同程度的外周血稀释，而且建议抽取量不宜过多（一般在２ｍ１左右，＜５ｍ１）。
当然，样本的留取量要保证检测的敏感性，如要达到１０。
的检测敏感性，并以检出≥５０个异常细胞为判断标准，则抽取细胞数需Ｉ＞１×１０７哺，２７。
２…。
（二）检测时间点与频率１．检测时问点与预后判断的相关性：化疗后不同时间点的ＭＲＤ检测对于预后的指导意义不同，大致可分为早期和晚期两个阶段。
第一阶段为诱导治疗后ＭＲＤ监测，用于指导早期危险度分层和下一步巩固治疗策略的选择；第二阶段为巩固治疗后ＭＲＤ监测，用于指导维持治疗的强度以及出现ＭＲＤ水平复发时的挽救治疗策略。
对于ＡＭＬ而言，在诱导治疗后、巩固治疗后、移植前以及移植后的任何时间点的ＭＲＤ阳性都有不同程度的预后价值，一旦出现阳性即意味着治疗不是完全有效并且预示复发的风险增大。
２９。
”。
而对于ＡＬＬ而言，化疗后早期（３个月内）ＭＲＤ阴性提示预后好，早期 ＭＲＤ一＞１０≈或１０。
３提示预后不良；在化疗后期（巩固治疗后、再诱导后及维持治疗的前期）任何水平的ＭＲＤ阳性都提示预后不良。
大宗样本研究显示，儿童ＡＬＬ的ＭＲＤ监测在最初３个月对于分层的指导意义更大）２‘“。
２．检测时间点与骨髓造血恢复的相关性：化疗后骨髓造血细胞的恢复存在明显的时问相关性，化疗后第１５—３３天白细胞计数较低，而化疗后第７９天白细胞计数较高。
因此，化疗后第１５天检测骨髓ＭＲＤ时，因为肿瘤负荷还相对较高，ＭＲＤ阳性检出率受白细胞计数的影响较小；而化疗后第３３天检测ＭＲＤ时，可能由于骨髓中肿瘤细胞和白细胞数量均较低，ＭＲＤ检测敏感性往往≤１０～，因此获取足够的 / 虫堡血煎生苤直２Ｑ！！生１２旦筮３８鲞筮１２期￡地！』出坐ｉ出：旦！！！盟ｂ丛２Ｑ１２：ｙ！！：３８，盟！：１２ 细胞数对于提高检测敏感度很重要。
８３。
在诱导治疗后或移植治疗前期，骨髓中较早恢复的是幼稚髓系细胞，因此对于ＡＭＬ而言，ＭＲＤ检测的背景干扰较大，而Ｂ．ＡＬＬ的检测干扰较小；但在巩固治疗后或移植治疗后期，骨髓中的幼稚细胞以不成熟Ｂ淋巴细胞为主，因此Ｂ．ＡＬＬ的ＭＲＤ检测背景干扰增大，而ＡＭＬ的ＭＲＤ检测的干扰相对较小记”
一。
３．检测频率：由于白血病的遗传学背景、生物学特性不同，导致肿瘤细胞的增殖动力学不一致，因此不同类型的白血病从分子水平复发到血液学复发所需的时间也不尽相同。
所以，ＭＲＤ检测频率的确定很难界定统一标准。
德国多中心ＡＬＬ（ＧｅｒｍａｎＭｕｌｔｉｃｅｎｔｅｒＡＬＬ，ＧＭＡＬＬ）临床试验结果表明，成人Ｐｈ染色体阳性Ｂ—ＡＬＬ从ＭＲＤ转阳到血液学复发的中位时间为４．１个月”“。
而在ＡＭＬ的研究中发现，携带ＲＵＮＸｌ一ＲＵＮＸｌＴｌ融合基因的白血病细胞的平均倍增时间为１４ｄ，携带ＣＢＦ［３．ＭＹＨｌｌ融合基因的白血病细胞的平均倍增时问为３６ｄ，合并ＦＬＴ３一ＩＴＤ突变和ＮＰＭｌ突变的细胞比伴单纯ＮＰＭｌ突变的细胞的平均倍增时间降低了近５０％（７．４ｄ对１５ｄ）＿７｜。
因此，建议根据疾病的不同类型和遗传学特征制定个体化的检测频率。
另外，在不同病种、不同年龄和不同治疗方案下，疾病缓解的持续时间是不同的。
例如儿童Ｂ—ＡＬＬ的疗效较好，缓解持续时间一般较长，只有３５％左右的患儿在２年内复发，因此ＭＲＤ的监测频率可适当减少；而对于儿童Ｔ＿ＡＬＬ，约９５％的患儿在整个治疗过程中都有可能出现复发，因此需要适当增加ＭＲＤ的监测频率；成人ＡＬＬ的缓解持续时间较短，因此增加ＭＲＤ的监测频率有助于预测早期复发。
８。
。
总之，对于复发危险度较高的患者，检测频率要高于复发危险度低的患者。
（三）检测阈值１．ＭＲＤ阈值与预后的相关性：目前，关于ＭＲＤ阈值的研究报道大多是基于ＭＲＤ检测值与临床预后的相关性来确定的。
在ＡＭＬ的临床研究中发现，ＭＲＤ＞３．５×１０。
或１．０×１０。
提示高复发风险和预后不良；而关于ＡＬＬ的研究显示，ＭＲＤ＞１．０ｘ１０。
４或１．０×１０‘３则提示预后不良。
由于在不同研究中，患者人组标准及治疗方案不同、ＭＲＤ检测所依据的异常表型的敏感性及特异性不同，因此不同临床研究结果中的ＭＲＤ阈值不具有可比性，也难于推广。
７
一。
２．检测阈值的界定：从检测的技术角度分析， ＭＲＤ的阳性阈值即阴、阳性界限（ｃｕｔｏｆｆ值）的界定取决于以下几个主要因素：患者自身白血病细胞的ＬＡＩＰ的特异性和敏感度、治疗后不同时间点的样本中正常细胞背景的干扰程度、不同治疗方案对白血病克隆选择性清除和表型漂移的影响等。
只有在检测技术上不断规范和精准界定ＭＲＤ的ｃｕｔｏｆｆ值，才能使ＭＲＤ阈值与临床预后具有更好的相关性和可比性。
ＭＲＤ的检测敏感性通常由以下三个因素决定：①可重复地定量鉴定ＭＲＤ阳性细胞群体的最小细胞数：这个阈值指的是最低定量限（１０ｗｅｒｌｉｍｉｔｏｆｑｕａｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ，ＬＬＯＱ），而不是最低检出限（１ｉｍｉｔｏｆｄｅｔｅｃｔｉｏｎ，ＬＯＤ）。
ＬＬＯＱ＝（可重复地定量鉴定ＭＲＤ阳性群体的最小细胞数／总细胞数）×１００％。
国际上的研究认为２０个细胞是ＬＯＤ的比较保守的值，考虑到计数误差，以９５％可信限上限作为标准，ＬＯＤ＝３０／获取细胞数Ｘ１００％。
而５０个细胞是普遍接受的可重复定量检测的最低细胞数，因此ＬＬＯＱ＝５０／获取细胞数Ｘ１００％。
如果获取５０００００个细胞，则ＬＯＤ和ＬＬＯＱ分别为０．００６％和０．０１％２２’”。
。
＠ＬＡＩＰ的特异性：指区分正常与异常造血的能力，所选ＬＡＩＰ在正常骨髓中的本底水平越低，则特异性越好。
“。
③获取的总细胞数：特异性足够好的话，理论上获取的细胞总数越高，敏感性就越高。
文献报道获取细胞总数达５×１０６时，ＡＬＬ和ＰＣＮＭＲＤ检测的敏感性均可达１０～。
对于ＡＭＬ，由于多数患者的ＬＡＩＰ特异性较低，目前普遍认为敏感性只能达到１０～，但是如果ＬＡＩＰ的特异性较高时，有一部分ＡＭＬ患者的敏感性可以达到１０～，部分患者甚至可以达到１０。
ＬＡＩＰ特异性是影响ＭＲＤ阈值界定的关键因素７。
］。
依据特异性不同，可将ＬＡＩＰ分为２种类型：一种是在正常骨髓中完全不存在而只在白血病细胞上存在的表型，例如抗原表达增强、减弱或缺失，这类ＬＡＩＰ与正常细胞发育轨迹完全没有重叠，因而具有较高的特异性和敏感性。
第二种ＬＡＩＰ是在正常骨髓中存在较低水平的表达，例如ＡＭＬ中存在髓系幼稚细胞低水平表达ＣＤ７或ＣＤ２、ＣＤ３４一ＣＤｌｌ７＋ＣＤｌｌｂ＋表型、ＣＤ３４＋ＣＤ３３＋ＣＤ５６＋表型等，这类表型在化疗后的骨髓恢复期或者外源性生长因子治疗后的正常髓系幼稚细胞上均有可能出现，因而导致其背景值（或噪音）增高，特异性和敏感性降低；而且，不同的ＬＡＩＰ在正常骨髓中表达的背景值也是不同的，因此，需要根据它们在正常骨髓幼稚 / 主堡直遗堂苤盍２Ｑ！！生１２旦笙３８鲞筮１２塑￡ｂｉ！！』Ｈ！坐ｉ！！！：坠！！！坐地１２Ｑ１２：ｙ！！．３８，盟！Ｊ２ 细胞中表达的中位值来分别确定ＭＲＤ检测的ｃｕｔｏｆｆ值。
上述两种ＬＡＩＰ的ｃｕｔｏｆｆ值与检测敏感度之间的相关性是完全不同的。
对于前者，只要把检测质控做好，一旦出现具有ＬＡＩＰ的细胞，在排除非特异性染色后即可认为是白血病细胞，其检出的敏感性与获取的细胞数完全成正比，只要获取足够多的细胞，其敏感性甚至可以达到１０，接近或达到定量ＰＣＲ水平。
而对于第二类ＬＡＩＰ，因为其存在一定的背景值，即使增加获取的细胞数，也不能进一步提高敏感性，只有当检测值高于背景值时才能确定为ＭＲＤ阳性，这给ＭＲＤ检测的标准化带来了极大难度。
因为不同仪器的参数设定、不同的荧光搭配及抗体克隆号的选择均有可能导致同一类型的ＬＡＩＰ在不同实验室之间背景值（即检测ｃｕｔｏｆｆ值）不同。
针对这一类ＬＡＩＰ，国外的学者采取比较治疗前后白血病细胞减少的对数值（Ｌｏｇｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ，ＬＤ）的方法，而不是直接比较ＬＡＩＰ＋细胞比例的变化。
３…。
四、ＭＲＤ检测的质量控制与标准化除去前面提到的多种因素外，ＦＣＭ的质控也至关重要。
如果质控做得不好，直接影响结果的准确性和特异性，因此将质控也纳入本共识中。
本学组同期发布的《白血病／淋巴瘤免疫分型检测质量控制指南》将从分析前、分析中和分析后各检测环节中对检测质量有影响的各技术要点，为临床医师、护理人员、样本运送人员、检测人员和检测报告审核人员提供可操作性强的实施细则，其中任何一个环节的失控都可能导致结果的偏差。
本共识仅根据ＭＲＤ检测的特殊性提出以下注意事项９。
陀，３８，４…，具体的细则还需参照《白血病／淋巴瘤免疫分型检测质量控制指南》。
（一）检测体系的标准化１．仪器的标准化及调整频率：（１）光路校准：每天１次（一般为开机后）利用微球校准散射光和荧光（强度和ＣＶ值）。
对于拥有多台流式细胞仪的实验室，不同仪器之间（包括同一型号）应进行平行比较，每６个月１次。
用不同的仪器检测同一份样本（ＭＲＤ水平接近ＬＯＤ），所测得的结果ＣＶ值不应超过３０％。
（２）荧光补偿校准：荧光补偿与流式细胞仪光电倍增管的电压、增益，激光功率，光学滤片等有关，这些参数有变动时必须马上调整补偿值。
（３）预防交叉污染：检测交叉污染（ｃａｒｒｙｏｖｅｒ）的方法：依次检测以下样本：ＭＲＤ接近ＬＯＤ（一０．０１％）一较高水平ＭＲＤ－－－，ＭＲＤ接近ＬＯＤ，观察前 后两次ＭＲＤ低水平标本结果的一致性；两管之间的交叉污染不能超过检测特异性；交叉污染严重时，应在每个测试管之间插入装有清洁水（三蒸水、去离子水等）的管子进行冲洗，自动上样或孔板上样时尤其要注意。
２．方法学准确性：（１）精确度／重复性：将已知数量的异常细胞混入正常骨髓标本中，３复管进行检测，计算ＣＰ／ｏ，最好＜１０％。
当ＭＲＤ水平很低（如接近ＬＯＤ）Ｈ寸，＜３０％也可以接受。
（２）特异性和敏感性：详见第
二、第三部分。
（３）稳定性：①样本稳定性：取ＭＲＤ水平接近ＬＯＤ的样本，每隔６ｈ监测１次，观察结果的稳定性，以确定样本的稳定性范围。
收到标本后应尽快进行ＭＲＤ检测，对于无法及时进行ＭＲＤ检测的实验室（ＥＤＴＡ抗凝样本＞２４ｈ或者肝素钠抗凝样本＞４８ｈ），必须要保证样本在稳定性范围内进行检测。
如果样本保存时间＞２４ｈ，需进行细胞活力评估，活力＜８５％或９０％时，不予报告结果。
不可替代样本（如骨髓）除外，但需提示标本活力。
活力欠佳的标本，非特异性结合高，某些抗原表达下调（如ＣＤｌ３８），某些脆弱细胞群（如浆细胞群体）很可能会丢失。
标本有凝块时应在报告中注明。
②验证混合抗体使用中的稳定性：正式使用自行配置的多色预混抗体前，应每周１～２次，取接近ＬＯＤ的样本，同时用提前配置的混合抗体和新鲜混合的抗体进行标记，比较结果的一致性，以确认混合抗体的稳定效期。
确定效期后，建议每次根据实际标本量配置混合抗体的份数，尽量在有效期内用完。
（４）数据收集：①建议每管中加入待标记的白细胞总数为２×１０６，上机获取１×１０６个白细胞。
对于ＭＲＤ检测敏感性要求更高的实验室，如预期敏感性为１×１０。
５时，则获取细胞总数需达２×１０６。
②本共识推荐使用全血或全骨髓溶血标记法。
根据预计待标记细胞数量确定所需标本体积：所需标本体积≤１００ｕｌ时，染色后进行红细胞裂解；标本体积＞１００ｕ１时，先裂解红细胞（注意选用不含固定成分的红细胞裂解液，例如氯化铵裂解液），离心富集于１００ｇｌ体系中，方可进行混合抗体染色。
具体的抗体组合优化及染色步骤可参照《白血病／淋巴瘤免疫分型检测质量控制指南》。
（二）检测流程的标准化１．在开展ＭＲＤ检测项目前，必须利用相同的抗体组合至少分析２０份正常对照标本的抗原表达 / 虫堡血遗堂苤盍２Ｑ１２生１２月箜３８鲞筮１２期￡ｂｉ！』Ｈ！坐巫！！：旦！！！婴ｂ丛２Ｑ１２：ｙ！！：３８：盥！：１２ 模式，建立正常骨髓发育模板。
正常对照标本应包含正常和重建（化疗后或移植后）骨髓。
同时计算每种ＬＡＩＰ在正常骨髓中的本底水平（背景值），ＭＲＤ检测时对于某种ＬＡＩＰ而言，只有比例高于该水平才能认为ＭＲＤ阳性。
２．对于有初发免疫分型结果的患者，首选初发时筛选出的异常抗原（尽可能同时监测多种ＬＡＩＰ），对治疗后的骨髓标本进行分析。
注意分析是否存在发病时ＬＡＩＰ＋细胞，同时利用“ＤＦＮ”的方法观察是否存在发生免疫表型变异或克隆转化的异常细胞群体。
３．如果发病时没有进行免疫分型检测，治疗后每次进行ＭＲＤ检测时，都需要遵循“ＤＦＮ”方法，选择较多的抗体，针对同类型白血病出现异常表达频率较高的标志进行检测。
（三）数据分析与报告模式的标准化１．数据分析：（１）初步设门：利用ＣＤ４５／Ｔｉｍｅ散点图选取液流稳定的区间；利用ＦＳＣ．Ｈｅｉｇｈｔ／ＦＳＣ．Ａｒｅａ和ＳＳＣ—Ｈｅｉｇｈｔ／ＳＳＣ—Ａｒｅａ（或ＦＳ—ＩＮＴ／ＦＳ－ＰＥＡＫ和ＳＳ－ＩＮＴ／ＳＳ．ＰＥＡＫ）散点图去除黏连体；利用ＦＳＣ—Ａｒｅａ／ＳＳＣ．Ａｒｅａ散点图去除碎片；先利用特定系列广泛表达的抗原／ＳＳＣ—Ａｒｅａ散点图圈定该系列所有细胞区域， 如ＣＤｌ９／ＳＳＣ、ｃｙＣＤ３／ＳＳＣ、ＣＤｌｌ７／ＳＳＣ圈定所有Ｂ淋巴细胞、Ｔ淋巴细胞群体及幼稚髓细胞群体，用ＣＤ３８／ＣＤｌ３８散点图圈定所有浆细胞群体；再利用ＣＤｌ９／ＣＤ４５、ｃｙＣＤ３／ＣＤ４５、ＣＤｌ１７／ＣＤ４５去除非特异性细胞。
（２）ＭＲＤ表型的鉴别：在分析ＭＲＤ数据时，除了分析初发时的ＬＡＩＰ外，还应鉴别所有“ＤＦＮ”的细胞群体。
初发时若发现多个白血病细胞克隆，即使有些克隆含量很少，在治疗过程中也应该同时跟踪，观察克隆的变化。
一般只有部分抗原在治疗过程中会发生改变，特别是系列成熟度相关抗原，其余抗原则稳定表达，因此同一患者如存在多种ＬＡＩＰ，尽可能同时监测，可避免出现假阴性结果＂３。
利用一系列抗原表达圈定残留白血病细胞群体后，应该再次进行反向设门，将异常细胞群显示 在ＣＤ４５／ＳＳＣ、ＦＳＣ／ＳＳＣ、ＦＳＣ—Ｈｅｉｇｈｔ／ＦＳＣ—Ａｒｅａ等散点图中，观察细胞群体是否集中、分析结果是否准确。
图１和图２所示为ＡＭＬ、Ｔ．ＡＬＬ、Ｂ．ＡＬＬ和骨髓瘤各１例患者治疗后检测ＭＲＤ的结果。
（３）ＭＲＤ水平的计算：计算ＭＲＤ定量结果的方法为异常细胞占所有白细胞或有核细胞的百分 比。
当异常细胞不表达ＣＤ４５时（如ＰＣＮ或部分Ｂ．ＡＬＬ细胞），白细胞数量应包含ＣＤ４５阳性白细胞和阴性区的异常细胞，该计算方法不受红细胞裂解效果和碎片的影响。
有核细胞不仅包含白细胞数量，也包括骨髓中的其他有核成分如有核红细胞，该计算方法受红细胞裂解效果影响较大，裂解过头则分母偏小，裂解不彻底则分母偏大。
利用有核细胞总数作为分母时，建议在反应体系中加入核酸染料（如Ｓｙｔｏ一１６）以准确圈定有核细胞群体，防止成熟红细胞以及碎片等非有核成分造成分母偏大。
２．报告内容及报告形式：（１）报告内容：①检测报告中首先包含患者及标本信息，标本如有凝块，特殊原因未能及时检测或稀释等情况均应注明。
②ＭＲＤ结果报告为“阳性”或“利用所选抗体组合，本次检测未识别出免疫表型异常细胞”。
③ＭＲＤ如果为阳性，应描述报告所见异常细胞数量及异常细胞占白细胞或有核细胞百分比，并描述异常细胞的免疫表型，以对应的正常造血细胞为参照，描述异常细胞的各种抗原表达与否以及表达强度，散射光（ＦＳＣ和ＳＳＣ）信号有异常时也应提示。
④报告获取的白细胞或有核细胞总数。
同时报告方法学ＬＯＤ和（或）ＬＬＯＱ。
⑤报告中应出具一系列散点图，显示异常（亮色突出）和正常细胞群体的抗原表达及散射光信号。
⑥其他内容：ＭＲＤ报告中应显示抗体组合（包括荧光素）、样本制备方法以及仪器型号。
注明红细胞裂解方法，以及有核细胞计数时是否利用核酸染料染色等。
尽可能描述骨髓中正常细胞组分，以反映骨髓重建状态。
（２）报告形式示例：以图１所示的病例为例，报告内容如下：患者及标本信息：略。
仪器型号：ＮＡＶＩＯＳ（Ｂｅｃｋｍａｎ．Ｃｏｕｌｔｅｒ公司，３激光１０色）。
样本制备方法：全骨髓溶血法（氯化铵溶血素：实验室自行配制）。
ＭＲＤ检测选用抗体组合：ＣＤ３８／ＣＤ５６／ＣＤ３４／ＣＤ３３／ＣＤｌｌ７／ＣＤｌ３／ＨＬＡ—ＤＲ／ＣＤｌ０／ＣＤ４５（标记荧光素种类见图中标示）。
散点图：见图１。
结果：共获取４７６６７０个白细胞（ＬＯＤ＝３０／４７６６７０Ｘ１００％＝０．００６％．ＬＬＯＱ＝５０／４７６６７０×１００％＝０．０１％），异常细胞占１．０７％（５０８５个）。
异常免疫表型：ＣＤｌｌ７＋ＣＤ３４”‘ＣＤ３８““ＣＤ５６‘ / 空堡血速生苤盍２Ｑ１２生１２旦筮３８鲞笠１２塑堕ｉ！！』Ｈ！·！！！Ｑ！：旦！！！坐ｂ丛２Ｑ！！！ｙ！！：３８：丛！：丝 藓鹇垂２≥舅［Ｕ昌ｎｇａｔｅｄ黑］：·“～一＾－ｏ２００４００６００８００１０００ＴｌＭＥ 霉寓誉幽堇毒豳０２０（Ｉ∞０６００８００１０００ ０２００４００６００８００１０００ ０＇００１０１ｉ０２１０ ＦＳＩＮＴ ＦＳＩＮＴ ＣＤ４５一ＰＯ Ｅ１０ 出１俨厶６１０’ ８１００ ０ ０ １０’１０２１０３ ＣＤ３８．ＦＩＴＣ １俨１０１０２１０３ＣＤ３４－ＥＣＤ １００１０１１０２１０ＣＤ３４－ＥＣＤ ｌｏｏ１０＇１０２１０ＣＤｌ３一ＡＰＣ １薹暑［Ｍｙｅｌｏｉｄｂｌａｓｔｓ］ＫＪ一［Ｋ：５１６９］礁●］ＢＩ兰毒■ＩＪ］ Ⅵ Ａ】 Ａ２ ［Ｂｌｙｍｐｈｏｃｙｔｅｓ］Ａ３ 【Ｂｌｙｍｐｈｏｃｙｔｅｓ］Ａ４ 【Ｂｔｙｍｐｈｏｃｙｔｅｓ］Ａ５ 【Ｂｌｙｍｐｈｏｅ／ｔｅｓ］Ａ６ 五＿＞∞．６占ｕＢ Ｃ Ａ１一Ａ６：红色细胞群体为异常幼稚Ｂ淋巴细胞，占总白细胞数量的０．０７％．免疫表型为ＣＤｌ９“ＣＤ３４＋ＣＤｌ０ＣＤｌ３一或ＣＤ３３＋ＣＤ３８ｍ“；标本中同时可见正常幼稚Ｂ淋巴细胞群体：ＣＤｌ０一ＣＤ３４一ＣＤｌ９‘（１．１２％，草绿色细胞群）和ＣＤｌ０一ＣＤ３４一ＣＤｌ９一（Ｏ，６８％．天蓝色细胞群）。
ＢＩ—Ｂ６：红色细胞群体为异常幼稚Ｔ淋巴细胞，占总白细胞数量的Ｏ．４３％，免疫表型为ＣＤ７”。
ＣＤ５１ｍＣＤ３ｃｙＣＤ３＋ＣＤ４＋ＣＤ８＋ＣＤ５６；绿色细胞群体为正常Ｔ淋巴细胞。
ｃ１一ｃ６：利用ＣＤｌ３８＋ＣＤ３８＋圈定所有浆细胞群体，红色细胞群体为异常浆细胞，占总白细胞数量的０．１０％，免疫表型为ＣＤｌ３８＋ ＣＤ３８““ＣＤ５６＋Ｄ１９一ＣＤ８１“一ＣＤ２７，ｃｙｘ轻链限制性表达；可见正常浆细胞群体（约占０．１％，绿色细胞群），ｃｙｒ．／ｃｙ耀链非限制性表达 图２
ｌ例急性Ｂ淋巴细胞白血病（Ａ）、急性Ｔ淋巴细胞白血病（Ｂ）和多发性骨髓瘤（Ｃ）患者获得完全缓解后的微小残留病检测结果 / ·１０１０ 空堡血遮堂象圭２Ｑ！！笙１２旦箜３８鲞笠１２翅￡ｂｉ！』Ｈ！！！ｉ！Ｑｌ：旦！！！坐妊１
２Ｑ！！：ｙ！！．３８：盟Ｑ：１２ ＣＤ４５…，ＣＤｌ３和ＣＤ３３表达丧失异质性，为异常髓系原始细胞（见上图红色细胞群体）。
其他：可见正常ＣＤｌ０＋幼稚Ｂ淋巴细胞（１．０％，上图黄色细胞群）和正常ＣＤ３４＋ＣＤｌｌ７＋髓系原始细胞（０．６３％，上图绿色细胞群）。
结论：ＭＲＤ阳性 参加共识讨论的专家：北京大学人民医院（刘艳荣、王亚哲）；天津医科大学总医院（邵宗鸿）；上海交通大学医学院附属瑞金医院（翁香琴）；解放军总医院（王莉莉）；中国医学科学院血液病医院（王慧君）；上海市临床检验中心（徐羁中）；南方医科大学南方医院（冯茹）；第三军医大学新桥医院（张曦）；兰州大学第二医院（张连生）；河南省人民医院（翟亚萍）；首都医科大学宣武医院（万岁桂）；四川大学华西医院（朱焕玲）；苏州大学附属第一医院血液病研究所（朱明清）；山西肿瘤研究所免疫研究室（苏文）；河北燕达医院陆道培血液肿瘤中心（王卉）；江苏省人民医院（吴雨清）；深圳市人民医院（吴铭）；华中科技大学同济医学院附属协和医院（郑金娥）；中国中医科学院西苑医院（许勇钢）；河北医科大学附属第二医院（杨静慈）；山西医科大学第二医院（王宏伟）；中国医科大学附属第一医院（李艳）；广州军区广州总医院（李力）；云南省第一人民医院（沈晓梅）；福建医科大学附属协和医院（李乃农）；第四军医大学附属西京医院（朱华锋）；贵州医科大学附属医院（马莉）；安徽省立医院（王兴兵）；昆明医科大学第一附属医院（杨策尧）；宁夏医科大学附属医院（杨芝红） （执笔：翁香琴、王莉莉）（主审：刘艳荣） 参考文献 ［２］［３］［４］［５］［６］［７］ ＣｒａｉｇＦＥ，ＦｏｏｎＫＡ．Ｆｌｏｗｃｙｔｏｒｎｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｆｏｒ ｈｅｍａｔｏｌｏｇｉｃｎｅｏｐｌａｓｍｓ［Ｊｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００８，１１ｌ（８）：３９４１－３９６７． ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００７－１１—１２０５３５． 四色流式细胞术用于急性白血病免疫分型的中国专家共识
（２０１５年版）［Ｊ］．中华血液学杂志，２０１５，３６（４）：２６５—２７１．ＤＯＩ：１０．３７６０／ｃｍａ．ｊ．ｉｓｓｎ．０２５３—２７２７２０１５．０４．００１．ＨｏｋｌａｎｄＰ’ＯｍｍｅｎＨＢ，Ｍｕｌ６ＭＰ，ｅｔａ１．ＡｄｖａｎｃｉｎｇｔｈｅＭｉｎｉｍａｌＲｅｓｉｄｕａｌＤｉｓｅａｓｅＣｏｎｃｅｐｔｉｎＡｃｕｔｅＭｙｅｌｏｉｄＬｅｕｋｅｍｉａＪＳｅｍｉｎＨｅｍａｔｏｌ，２０１５，５２（３）：１８４—１９２．ＯｓｓｅｎｋｏｐｐｅｌｅＧＪ．ＳｃｈｕｕｒｈｕｉｓＧＪ．ＭＲＤｉｎＡＭＬ：ｉｔｉｓｔｉｍｅｔｏｃｈａｎｇｅｔｈｅｄｅｆｉｎｉｔｉｏｎｏｆｒｅｍｉｓｓｉｏｎ【Ｊｊ．ＢｅｓｔＰｒａｃｔＲｅｓＣｌｉｎＨａｅｍａｔ０１．２０１４．２７（３—４）：２６５—２７１．ＤＯＩ：１０．１０１６／ｊ．ｂｅｈａ．２０１４ １０．００８． ＣａｍｐａｎａＤ．Ｃｏｕｓｔａｎ．ＳｍｉｔｈＥ．Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌ ｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｌｅｕｋｅｍｉａｂｙｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｌＪＪ．Ｃｙｔｏｍｅｔｒｙ， １９９９．３８（４）：１３９．１５２．Ａ１．ＭａｗａｌｉＡ．ＧｉｌｌｉｓＤ．ＬｅｗｉｓＩ．Ｔｈｅｒｏｌｅｏｆｍｕｌｔｉｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｆｏｒｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎ ａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｌＪＪ．ＡｍＪＣｌｉｎＰａｔｈｏｌ，２００９，１３１（１）：１６— ２６．ＤＯＩ：１０．１３０９／ＡＪＣＰ５ＴＳＤ３ＤＺＸＦＬＣＸ． ＪａｓｏＪＭ，ＷａｎｇＳＡ，Ｊｏｒｇｅｎｓｅｎ儿，ｅｔａ１．Ｍｕｌｔｉ—ｃｏｌｏｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｆｏｒｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎＡＭＬ：ｐａｓｔ，ｐｒｅｓｅｎｔａｎｄｆｕｔｕｒｅｌＪｊ．Ｂｏｎｅ ＭａｒｒｏｗＴｒａｎｓｐｌａｎｔ．２０１４．４９（９）：１１２９—１１３８．ＤＯＩ：１０．１０３８／ ｂｍｔ．２０１４．９９． ［８］ ｖａｎＤｏｎｇｅｎＪＪ，ｖａｎｄｅｒＶｅｌｄｅｎＶＨ，ＢｒｆｉｇｇｅｍａｎｎＭ，ｅｔａ１．Ｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｉａｇｎｏｓｔｉｃｓｉｎａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃ ｌｅｕｋｅｍｉａ：ｎｅｅｄｆｏｒｓｅｎｓｉｔｉｖｅ，ｆａｓｔ，ａｎｄｓｔａｎｄａｒｄｉｚｅｄｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ［Ｊ］．Ｂｌｏｏｄ，２０１５，１２５（２６）：３９９６—４００９．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ． ２０１５—０３－５８００２７． ［９］ＷｏｏｄＢＬ．ＰｒｉｎｃｉｐｌｅｓｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎｆｏｒｈｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃｎｅｏｐｌａｓｍｓｂｙｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｌＪｊ．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢ １１０Ｊ ＣｌｉｎＣｙｔｏｍ．２０１６．９０（１）：４７—５３．ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１２３９．ＬｕｃｉｏＰ’ＧａｉｐａＧ，ｖａｎＬｏｃｈｅｍＥＧ，ｅｔａ１．ＢＩＯＭＥＤ—Ｉｃｏｎｃｅｒｔｅｄａｃｔｉｏｎｒｅｐｏｒｔ：ｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｏｆｐｒｅｃｕｒｓｏｒＢ—ＡＬＬｗｉｔｈｓｔａｎｄａｒｄｉｚｅｄｔｒｉｐｌｅ—ｓｔａｉｎｉｎｇｓ．ＢＩＯＭＥＤ一１Ｃｏｎｃｅｒｔ—ｅｄＡｃｔｉｏｎＩｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｏｆＭｉｎｉｍａｌＲｅｓｉｄｕａｌＤｉｓｅａｓｅｉｎＡｃｕｔｅＬｅｕｋｅｍｉａ：ＩｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌＳｔａｎｄａｒｄｉｚａｔｉｏｎａｎｄＣｌｉｎｉｃａｌＥｖａｌｕａｔｉｏｎ ［Ｊ］．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２００１，１５（８）：１１８５—１１９２．１ｌＩ］ＳａｎＭＪＦ，ＶｉｄｒｉａｌｅｓＭＢ，Ｌ６ｐｅｚ—ＢｅｒｇｅｓＣ，ｅｔａ１．Ｅａｒｌｙｉｍｍｕｎｏ— ｐｈｅｎｏｔｙｐｉｃａｌｅｖａｌｕａｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｉｄｅｎｔｉｆｉｅｓｄｉｆｆｅｒｅｎｔｐａｔｉｅｎｔｒｉｓｋｇｒｏｕｐｓａｎｄ ｍａｙｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅｔｏｐｏｓｔｉｎｄｕｃｔｉｏｎｔｒｅａｔｍｅｎｔｓｔｒａｔｉｆｉｃａｔｉｏｎｌＪＪ．Ｂｌｏｏｄ．２００１．９８（６）：１７４６—１７５１． １１２ｊ ｖａｎＤｏｎｇｅｎＪＪ，ＬｈｅｒｍｉｔｔｅＬ，Ｂ６ｔｔｃｈｅｒＳ，ｅｔａ１．ＥｕｒｏＦｌｏｗａｎｔｉｂｏｄｙｐａｎｅｌｓｆｏｒｓｔａｎｄａｒｄｉｚｅｄｎｏｄｉｍｅｎｓｉｏｎａｌｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｏｆｎｏｒｍａｌ，ｒｅａｃｔｉｖｅａｎｄｍａｌｉｇｎａｎｔｌｅｕｋｏｃｙｔｅｓ［Ｊ］．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２０１２，２６（９）：１９０８－１９７５．ＤＯＩ： １１３ｊ ｌＯ．１０３８／ｌｅｕ．２０１２．１２０． Ｚｅｉｊｌｅｍａｋｅｒｗ，ＧｒａｔａｍａＪｗ，ＳｃｈｕｕｒｈｕｉｓＧＪＴｕｍｏｒｈｅｔｅｒｏｇｅｎｅ－ｉｔｙｍａｋｅｓＡＭＬａ“ｍｏｖｉｎｇｔａｒｇｅｔ”ｆｏｒｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅ［Ｊ］．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１４，８６（１）：３—１４．ＤＯＩ： １０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１１３４． 【１４］ＲｏｓｈａｌＭ，ＦｒｏｍｍＪＲ，ＷｉｎｔｅｒＳ，ｅｔａ１．ｈｎｍａｔｕｒｉｔｙａｓｓｏｃｉａｔｅｄａｎｔｉｇｅｎｓａｒｅｌｏｓｔｄｕｒｉｎｇｉｎｄｕｃｔｉｏｎｆｏｒＴｃｅｌｌｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ：ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓｆｏｒｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎ［Ｊ］．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１０，７８（３）：１３９—１４６．ＤＯＩ： １０．１００２／ｃｙｔｏｂ．２０５Ｉ１． ［１５］ＤｗｏｒｚａｋＭＮ，ＧａｉｐａＧ，ＳｃｈｕｍｉｃｈＡ，ｅｔａ１．Ｍｏｄｕｌａｔｉｏｎｏｆａｎｔｉ— ｇｅｎｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｉｎＢ—ｃｅｌｌｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａｄｕｒｉｎｇｉｎｄｕｃｔｉｏｎｔｈｅｒａｐｙｉｓｐａｒｔｌｙｔｒａｎｓｉｅｎｔ：ｅｖｉｄｅｎｃｅｆｏｒａｄｒｕｇ—ｉｎｄｕｃｅｄｒｅｇｕｌａｔｏｒｙｐｈｅｎｏｍｅｎｏｎ．ＲｅｓｕｌｔｓｏｆｔｈｅＡＩＥＯＰ－ＢＦＭ— ＡＬＬ—ＦＬＯＷ－ＭＲＤ—ＳｔｕｄｙＧｒｏｕｐｌＪｊ．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１０．７８（３）：１４７—１５３．ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２０５１６．【１６ｊＷｅｎｇＸＱ，ＳｈｅｎＹ，ＳｈｅｎｇＹｅｔａ１．Ｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅｏｆ 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［２６］ＨｏｋｌａｎｄＰ’ＯｍｍｅｎＨＢ，ＮｙｖｏｌｄＣＧ，ｅｔａｌＳｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙｏｆ ｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋａｅｍｉａｉｎｆｉｒｓｔｒｅｍｉｓｓｉｏｎ－·－·ｍｅｔｈｏｄｏｌｏｇｉｅｓｉｎｒｅｌａｔｉｏｎｔｏｔｈｅｉｒｃｌｉｎｉｃａｌｓｉｔｕａｔｉｏｎ ［Ｊ］．ＢｒＪＨａｅｍａｔｏｌ，２０１２，１５８（５）：５６９．５８０．ＤＯＩ：１０．１１１１／ｊ．１３６５－２１４１．２０１２．０９２０３．ｘ．［２７］ｖａｎｄｅｒＶｅｌｄｅｎＶＨ，ＪａｃｏｂｓＤＣ，ＷＯｋｈｕＯｓＡＪ，ｅｔａ１．Ｍｉｎｉｍａｌ ｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｌｅｖｅｌｓｉｎｂｏｎｅｍａｒｒｏｗａｎｄｐｅｒｉｐｈｅｒａｌｂｌｏｏｄａｒｅｃｏｍｐａｒａｂｌｅｉｎｃｈｉｌｄｒｅｎｗｉｔｈＴｃｅｌｌａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃ ｌｅｕｋｅｍｉａ（ＡＬＬ），ｂｕｔｎｏｔｉｎｐｒｅｃｕｒｓｏｒ－Ｂ－ＡＬＬ［Ｊ］Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２００２．１６（８）：１４３２－１４３６．ＤＯＩ：１０．１０３８／ｓｊ．１ｅｕ．２４０２６３６［２８］Ｃｏｕｓｔａｎ—ＳｍｉｔｈＥ，ＳａｎｃｈｏＪ，ＨａｎｃｏｃｋＭＬ，ｅｔａ１．Ｕｓｅｏｆｐｅｒｉｐｈｅｒ— ａ１ｂｌｏｏｄｉｎｓｔｅａｄｏｆｂｏｎｅｍａｒｒｏｗｔｏｍｏｎｉｔｏｒｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎ ｃｈｉｌｄｒｅｎｗｉｔｈａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａｌＪＪ．Ｂｌｏｏｄ，２００２，１００（７）：２３９９．２４０２．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００２—０４—１１３０．［２９］ＧｒｉｍｗａｄｅＤ，ＦｒｅｅｍａｎＳＤ．Ｄｅｆｉｎｉｎｇｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎ ａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ：ｗｈｉｃｈｐｌａｔｆｏｒｍｓａｒｅｒｅａｄｙｆｏｒ”ｐｒｉｍｅ ｔｉｍｅ”？ｌＪＪ．Ｂｌｏｏｄ，２０１４，１２４（２３）：３３４５—３３５５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ ｂｌｏｏｄ．２０１４—０５—５７７５９３． ［３０］ＴｅｒｗｉｊｎＭ，ｖａｎＰｕｔｔｅｎｗＬ，ＫｅｌｄｅｒＡ，ｅｔａ１．Ｈｉｇｈｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃ ｉｍｐａｃｔｏｆｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ：ｄａｔａｆｒｏｍｔｈｅＨＯＶＯＮ／ＳＡＫＫＡＭＬ ４２Ａｓｔｕｄｙ［Ｊ］．ＪＣｌｉｎＯｎｃｏｌ，２０１３，３１（３１）：３８８９—３８９７．ＤＯＩ： １０．１２００／ＪＣＯ．２０１２．４５．９６２８．３ｌ】ＰａｉｅｔｔａＥ．ＭｉｎｉｍａＩｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ： ｃｏｍｉｎｇｏｆａｇｅ［Ｊ］．ＨｅｍａｔｏｌｏｇｙＡｍＳｏｃＨｅｍａｔｏｌＥｄｕｃ Ｐｒｏｇｒａｍ．２０１２．２０１２：３５—４２ＤＯＩ：１０．１１８２／ａｓｈｅｄｕｃａｔｉｏｎ一２０１２．１．３５． ［３２］ｖａｎＤｏｎｇｅｎＪＪ，ＳｅｒｉｕＴ’Ｐａｎｚｅｒ－ＧｒｉｉｍａｙｅｒＥＲ，ｅｔａ１．Ｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃ ｖａｌｕｅｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃ ｌｅｕｋａｅｍｉａｉｎｃｈｉｌｄｈｏｏｄ【Ｊ１．Ｌａｎｃｅｔ，１９９８，３５２（９１４２）：１７３１－１７３８．ＤＯＩ：１０．１０１６１Ｓ０１４０．６７３６（９８）０４０５８—６．［３３］ＢｏｒｏｗｉｔｚＭＪ，ＤｅｖｉｄａｓＭ，ＨｕｎｇｅｒＳＰ，ｅｔａ１．Ｃｌｉｎｉｃａｌｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ ｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎｃｈｉｌｄｈｏｏｄａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａａｎｄｉｔｓｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｔｏｏｔｈｅｒｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃｆａｃｔｏｒｓ：ａ Ｃｈｉｌｄｒｅｎ’ｓＯｎｃｏｌｏｇｙＧｒｏｕｐｓｔｕｄｙｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００８，１１１（１２）： ５４７７—５４８５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ．２００８．０ｌ一１３２８３７． ［３４］ＢａｓｓｏＧ，ＶｅｌｔｒｏｎｉＭ，ＶａｌｓｅｃｃｈｉＭＧ，ｅｔａ１．Ｒｉｓｋｏｆｒｅｌａｐｓｅｏｆ ｃｈｉｌｄｈｏｏｄａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａｉｓｐｒｅｄｉｃｔｅｄｂｙｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｏｆｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｏｎｄａｙ１５ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ［Ｊ］．ＪＣｌｉｎＯｎｃｏｌ，２００９，２７（３１）：５１６８．５１７４．ＤＯＩ １０．１２００／ＪＣＯ．２００８２０．８９３４． ［３５］Ｓ￡ｄｅｋＬ，ＢｕｌｓａＪ，ＳｏｎｓａｌａＡ，ｅｔａ１．Ｔｈｅｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｅｓｏｆ ｂｌａｓｔｃｅｌｌｓｉｎＢ－ｃｅｌｌｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ： ｈｏｗｄｉｆｆｅｒｅｎｔａｒｅｔｈｅｙｆｒｏｍｔｈｅｉｒｎｏｒｍａｌｃｏｕｎｔｅｒｐａｒｔｓ？ｌＪＪ． ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ．２０１４．８６（５）：３２９—３３９．ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１１７６．［３６］ＲａｆｔＴ，Ｇ６ｋｂｕｇｅｔＮ，ＬｆｉｓｃｈｅｎＳ，ｅｔａ１．Ｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｌａｐｓｅｉｎａｄｕｌｔｓｔａｎｄａｒｄ—ｒｉｓｋＡＬＬｐａｔｉｅｎｔｓｄｅｔｅｃｔｅｄｂｙｐｒｏｓｐｅｃｔｉｖｅＭＲＤｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇｄｕｒｉｎｇａｎｄａｆｔｅｒｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅｔｒｅａｔｍｅｎｔ：ｄａｔａｆｒｏｍｔｈｅＧＭＡＬＬ０６／９９ａｎｄ０７／０３ｔｒｉａｌｓｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００７，１０９（３）： ９１０—９１５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００６—０７－０３７０９３． ［３７］ＯｍｍｅｎＨＢ，ＳｃｈｎｉｔｔｇｅｒＳ，ＪｏｖａｎｏｖｉｃＪｖ，ｅｔａ１．Ｓｔｒｉｋｉｎｇｌｙｄｉｆｆｅｒ—ｅｎｔｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｌａｐｓｅｋｉｎｅｔｉｃｓｉｎＮＰＭｌｃ．ＰＭＬ—ＲＡＲＡ．ＲＵＮＸｌ一ＲＵＮＸｌＴｌ，ａｎｄＣＢＦＢ—ＭＹＨｌｌａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｓｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ．２０１０．１１５（２）：１９８—２０５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ－２００９—０４－ ２１２５３０． ［３８］ＯｌｄａｋｅｒＴＡ，ＷａｌｌａｃｅＰＫ，ＢａｒｎｅｔｔＤＦｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｑｕａｌｉｔｙ ｒｅｑｕｉｒｅｍｅｎｔｓｆｏｒｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇｏｆｍｉｎｉｍａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎｐｌａｓｍａｃｅｌｌ ｍｙｅｌｏｍａ［Ｊ］．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１６，９０（１ｊ：４０—４６． ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１２７６． ［３９］Ｋｅｒｎｗ，ＶｏｓｋｏｖａＤ，ＳｃｈｏｃｈＣ，ｅｔａ１．Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎｏｆｒｅｌａｐｓｅ ｒｉｓｋｂａｓｅｄｏｎａｓｓｅｓｓｍｅｎｔｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｕｒｉｎｇｃｏｍｐｌｅｔｅｒｅｍｉｓｓｉｏｎｂｙｍｕｌｔｉｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｉｎ ｕｎｓｅｌｅｃｔｅｄｐａｔｉｅｎｔｓｗｉｔｈａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００４．１０４（１０）：３０７８—３０８５．Ｄ０１：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００４－０３—１０３６．［４０］ＫａｌｉｎａＴ’Ｆｌｏｒｅｓ—ＭｏｎｔｅｒｏＪ，ｖａｎｄｅｒＶｅｌｄｅｎＶＨ，ｅｔａ１．ＥｕｒｏＦｌｏｗ ｓｔａｎｄａｒｄｉｚａｔｉｏｎｏｆｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｅｒｉｎｓｔｒｕｍｅｎｔｓｅＲｉｎｇｓａｎｄ ｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｐｒｏｔｏｃｏｌｓｌＪｊ．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２０１２，２６（９）： １９８６—２０１０．ＤＯＩ：１０．１０３８／ｌｅｕ．２０１２．１２２． （收稿日期：２０１７．０９—０７）（本文编辑：王叶青） /
ＳｈａｏＺｏｎｇｈｏｎｇ，ｓｈａｏｚｏｎｇｈｏｎｇ＠ｓｉｎａ．ｃｏｍ Ｅｍａｉｌ：Ｅｍａｉｌ： 多参数流式细胞术（ｍｕｌｔｉｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙ，ＭＰ—ＦｃＭ）是运用不同荧光标记的多种抗体组合对造血细胞表面或胞内抗原的表达状况进行检测，进而对细胞的系列来源、分化程度、表型异常与否进行分析判断的高通量、高敏感性检测技术，其在恶性血液病的诊断分型、治疗监测、预后评估及治疗靶点筛查中已成为必不可少的实验诊断手段’１～。
微小残留病（ｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅ，ＭＲＤ）是指恶性血液病经过治疗达到血液学完全缓解后体内残存的通过形态学等传统方法无法检测到的任何水平的微量肿瘤细胞状态。
３“Ｊ。
近年来，也有学者根据现有检测技术的局限性将ＭＲＤ定义为可检测的残留病（ｍｅａｓｕｒａｂｌｅｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅ）。
运用ＦＣＭ检测恶性血液病ＭＲＤ的研究始于２０世纪８０年代，利用２～４色ＦＣＭ对急性白血病的治疗后样本进行检测，并基于在正常细胞分布之外的“空白”区域检测到异常表型的理论对ＭＲＤ进行分析鉴别。
５刮；在过去的１０年中，随着ＦＣＭ水平的不断提高，特别是８～１０色ＭＰ—ＦＣＭ在ＭＲＤ检测中体现出敏感性高、特异性好、适用范围广的优势，ＭＲＤ的ＦＣＭ检测从小规模样本的临床研究发展到大规模样本的临床验证，目前已成为恶性血液病临床疗效判断和预后分层的重要依据，而基于ＭＲＤ指导下 ＤＯＩ：１０．３７６０／ｃｍａ．ｊ．ｉｓｓｎ．０２５３－２７２７．２０１７．１２．００１通信作者：刘艳荣，北京大学人民医院，１０００４４，Ｅｍａｉｌ ｙｒｌｉｕｌ６３＠１６３．ｃｏｒｎ；邵宗鸿，天津医科大学总医院，３０００５２，Ｅｍａｉｌｓｈａｏｚｏｎｇｈｏｎｇ＠ｓｉｎａｃｏｍ 的个体化治疗可以使不同危险度分层组中的患者避免过度治疗或治疗不足，以提高患者的长期生存率：７９ｊ。
然而，由于白血病等恶性血液病存在不同程度的克隆异质性、不同治疗方案对免疫表型和克隆筛选的影响、化疗后不同时问点骨髓造血恢复的状况不
一、不同基因背景的残留肿瘤细胞在复发时的增殖动力学不同等疾病自身因素的复杂性，以及不同检测中心在抗体组合、荧光搭配、样本处理、圈门策略、分析逻辑、主观经验、质控管理等诸多技术环节中的差异，目前国内外对于ＭＲＤ的检测和分析还缺乏规范化，导致对ＭＲＤ检测结果的临床解读和预后评估标准存在不一致性。
为了使国内各检测中心对于ＭＲＤ的ＦＣＭ检测和分析逐步实现规范化和标准化，在可控因素范围内尽量减少检测结果之间的差异，中国免疫学会血液免疫分会临床流式细胞术学组通过各种学术讨论、多中心室问比对等一系列努力，形成了基于ＭＰ—ＦＣＭ检测ＭＲＤ的国内共识，供大家参考，也希望在此基础上不断完善，以期提高我国恶性血液病ＭＲＤ检测的整体水平。
本共识涉及病种包括急性髓系白血病（ａｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ，ＡＭＬ）、急性Ｔ淋巴细胞白血病（Ｔ－ｃｅｌｌ ｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ／ｌｙｍｐｈｏｍａ，Ｔ－ＡＬＬ），急性Ｂ淋巴细胞白血病（Ｂ—ｃｅｌｌｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ／ｌｙｍｐｈｏｍａ，Ｂ—ＡＬＬ）和 浆细胞肿瘤（ｐｌａｓｍａｃｅｌｌｎｅｏｐｌａｓｍｓ，ＰＣＮ）。
一、ＭＲＤ检测原理及方法（一）ＭＲＤ检测原理ＦＣＭ检测ＭＲＤ的原理是通过分析细胞表面或 胞内一系列抗原的表达模式来识别只在白血病细胞中出现而正常骨髓中不存在或存在比例极低的免疫表型，即“白血病相关免疫表型”（１ｅｕｋｅｍｉａ—ａｓｓｏｃｉａｔｅｄｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｅｓ，ＬＡＩＰ）。
根据抗原表达特点将ＬＡＩＰ分为以下几种表现形式：跨系抗原表达、非同步抗原表达、抗原表达量异常、散射光信号异常以及表达少数白血病特异性抗原（如 / 生堡鱼速堂苤盍２Ｑ！！生１２月筮３８鲞筮１２期￡丛！』堕！坐！！！！，旦！！！坐ｂ盟２Ｑ１２：Ｙ！！．３８：盟！．１２ ＮＧ２）。
跨系抗原是指某一系列的细胞表达其他系
列的抗原，如Ｂ—ＡＬＬ的白血病细胞中表达髓系抗原ＣＤ６６Ｃ、ＣＤｌ３、ＣＤ３３等；非同步抗原表达是指应该分别出现在分化早期和晚期的抗原同时出现，如ＡＭＬ中ＣＤｌｌｂ（晚期）和ＣＤ３４（早期）共表达；抗原表达量异常指与同系列、相同分化阶段的正常造血细胞比较，白血病细胞中某些抗原的表达强度明显异常，包括减低（１０ｗｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ，ｌｏｗ）、缺失或升高（ｂｒｉｇｈｔｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ，ｂｒｉ），如正常ＣＤｌ９＋ＣＤ３４＋Ｂ系原始淋巴细胞应该高表达ＣＤ３８，Ｂ—ＡＬＬ中白血病细胞则低表达甚至不表达ＣＤ３８。
另外，白血病细胞经常出现前向散射光（ｆｏｒｗａｒｄｓｃａｔｔｅｒ，ＦＳＣ）和侧向散射光（ｓｉｄｅｓｃａｔｔｅｒ，ＳＳＣ）的改变，也可以作为识别白血病细胞的依据¨““］。
检测ＭＲＤ选用的抗原主要包括三部分：①设门所用的抗原，为系列敏感性高的抗原，能初步圈定某一系列所有细胞，如Ｔ系的胞质ＣＤ３（ｃｙＣＤ３）或ＣＤ７、Ｂ系的ＣＤｌ９、髓系的ＣＤｌｌ７，以及浆细胞的ＣＤ３８和ＣＤｌ３８。
②确定相应系列早期分化的抗原，可识别该系列原始、幼稚细胞群体及亚型，如Ｂ系的ＣＤ４５、ＣＤｌ０、ＣＤ３４和核ＴｄＴ（ｎＴｄＴ），Ｔ系的膜ＣＤ３（ｍＣＤ３）、ＣＤ３４、ｎＴｄＴ和ＣＤ９９，髓系的ＣＤ３４、ＣＤｌｌ７、ＨＬＡ．ＤＲ和ＣＤ３８。
③白血病相关的异常抗原，能区分白血病细胞和对应系列的正常幼稚细胞，主要指ＬＡＩＰ涉及的抗原。
前两部分抗原虽然有上述的作用，但同时这些抗原在白血病中也会出现抗原表达的异常，也可以表现为ＬＡＩＰ，如Ｂ—ＡＬＬ中ＣＤｌ０强表达、ＣＤ２０和ＣＤ３４共表达等均可以作为跟踪白血病细胞的依据，因此具有多方面的作用ｍ１。
（二）ＭＲＤ检测方法在ＭＲＤ数据分析的实际应用中，主要存在２种方法：第一种，根据患者发病时的ＬＡＩＰ设计特异性的抗体组合，选择固定的门（ｇａｔｅ）对特定的细胞群进行设门分析，例如对发病时具有ＣＤｌ０＋ＣＤ３８一ＬＡＩＰ特征的Ｂ．ＡＬＬ患者，通常以ＣＤｌ９＋细胞设门，重点分析是否存在ＣＤｌ０＋ＣＤ３８一细胞；第二种，始终以同系列相同分化阶段的正常细胞作为对照，在每次检测时观察是否存在与正常细胞表型不同的细胞群体，即“不同于正常细胞表型”（ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ—ｆｒｏｍ—ｎｏｒｍａｌ，ＤＦＮ）的方法。
第一种方法的优点是对于初学者比较容易掌握，但缺点是依赖初治时的免疫表型，如果初治时没有检测免疫分型，则无法进行ＭＲＤ检测；另外， 在疾病的进展过程中，由于不同治疗方案对白血病细胞分化、克隆筛选以及表型漂移等因素的影响，仅依据初治ＬＡＩＰ及固定门分析ＭＲＤ时，有可能导致假阴性结果凹，”。
１“。
第二种方法避免了第一种方法的缺点，在ＭＲＤ监测过程中可以及时发现病情变化后新出现的ＬＡＩＰ表型，提高检测的敏感性；但需要检测者熟练掌握正常细胞不同系列、不同分化阶段、不同种抗原表达的规律，包括抗原出现的时序性及抗原表达量的强弱变化规律。
因此，对检查者的经验要求较高。
而对于ＡＭＬ患者，因抗原变化较复杂，为避免漏诊，需要每次筛查较多的抗原，从而会增加每次检测的费用。
对于Ｔ－ＡＬＬ及Ｂ—ＡＬＬ，目前研究表明，单管８～１０种抗原同时检测，几乎可以覆盖所有的患者。
我们主张两种方法要有机地结合起来，即如果能够依据第一种方法的原则进行检测时，也要兼顾第二种方法的原则，既要关注发病时的ＬＡＩＰ，同时也要关注是否出现新的“ＤＦＮ”的ＬＡＩＰ，以发挥第一种检测方法的优点及克服其缺点，达到既经济又准确的结果。
但如果不具备初治时免疫表型，只能采用第二种方法进行检测。
二、ＭＲＤ检测抗体选择及常用抗体组合推荐基于ＭＲＤ检测的方法不同，ＭＲＤ检测时抗体组合的选择主要参照以下原则：①有初发ＬＡＩＰ可供参考时，尽可能多地将ＬＡＩＰ涉及的抗原包括在ＭＲＤ检测的组合中。
②对于没有初发时免疫表型的患者，治疗后如果需要检测ＭＲＤ，只能参考同类型的白血病出现ＬＡＩＰ的频率，选择出现频率高的抗原及选取较多的抗体进行检测，以免漏检。
为了简化ＭＲＤ抗体组合的复杂性，本学组专家以两种方法中的相关抗原以及高频出现异常表达抗原的抗体作为骨架抗体，提出了不同类型白血病进行ＭＲＤ检测较通用的基本抗体组合，在此基础上，再根据不同患者的免疫表型个体化地补充第三类抗体（备选抗体），成为较完整的ＭＲＤ抗体组合，进行临床检测。
（一）ＭＲＤ检测的抗体选择１．Ｂ．ＡＬＬ：Ｂ—ＡＬＬＭＲＤ检测的关键是要与正常幼稚Ｂ淋巴细胞进行鉴别，尤其是在婴幼儿、青少年及化疗或造血干细胞移植后，骨髓中会出现大量再生的幼稚Ｂ淋巴细胞时。
Ｂ淋巴细胞系列和分化阶段相关抗原的抗体如ＣＤｌ９、ＣＤｌ０、ＣＤ３４、ＣＤ２０和ＣＤ４５首选为“骨架”抗体，同时ＣＤｌ０、ＣＤｌ９和ＣＤ３４的强表达，ＣＤ４５低表达以及ＣＤ２０和ＣＤ３４共 / 生堡查遗芏盈盍２鱼１２生１２旦筮３８鲞笠１２塑￡ｂｉ！』Ｈ！塑！￡！ｌ：Ｑ！！！也睦１２Ｑ！Ｚ：ｙ！！．３８：丛！Ｊ２ 表达等特征也可以作为识别白血病细胞的依据；其次人选在Ｂ—ＡＬＬ中高频出现异常表达抗原的抗体，如ＣＤ３８（约６０％）、ＣＤ８１（约８０％）和ＣＤ５８（约５０％），其中ＣＤ３８和ＣＤ８ｌ在Ｂ—ＡＬＬ中常见低表达甚至阴性，而ＣＤ５８则表现为过表达且治疗过程中表达较稳定；最后根据患者的免疫表型特征个体化地选择其他的ＬＡＩＰ的标志，如ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤ６６Ｃ、ＣＤｌ５、ＣＤ６５、ＣＤ７３、ＣＤｌ２３、ＣＤ３０４和ＣＤ８６等，以及所谓的白血病特异性抗原如ＮＧ２（ａｎｔｉ一７．１）。
其中ＮＧ２的表达与ＭＬＬ基因重排高度相关，该组基因重排患者除了特征性表达ＮＧ２外，主要免疫表型特征为ＣＤｌ９＋ＣＤ３４“一ｎＴｄＴ＋ＣＤｌ０一ＣＤｌ５＋或ＣＤ６５＋。
ＢＣＲ—ＡＢＬ阳性患者则高频表达髓系抗原如ＣＤ６６Ｃ、ＣＤｌ３或ＣＤ３３，同时ＣＤｌ０一ＣＤ３４¨ＣＤ３８”“。
另外，ｎＴｄＴ＋ＣＤ３４～、ＣＤ２１＋ＣＤ３４＋、ｃｙｌｇＭ（ｃｇ）＋ＣＤ３４＋、ｃｐ＋ｎＴｄＴ＋等非同步抗原表达也可作为跟踪白血病细胞的依据。
值得注意的是ｎＴｄＴ、ＣＤ３４和ＣＤｌ０等Ｂ系早期分化抗原在诱导治疗阶段易出现抗原表达下调现象，而晚期分化抗原如ＣＤ２０则常表达上调，这可能与皮质激素的诱导细胞分化作用相关［１２，”。
…。
另外，随着嵌合抗原受体（ＣＡＲ）．Ｔ细胞治疗的应用，ＣＤｌ９在白血病细胞上的表达可能会减弱或缺失，因此在ＣＡＲ．Ｔ－ＣＤｌ９治疗后，仅用ＣＤｌ９阳性细胞设门来罔出Ｂ淋巴细胞群体容易导致假阴性结果；有研究者建议增加ＣＤ２２和（或）ＣＤ２４设门可以避免这一现象。
”。
同理，部分ＣＤ２０阳性的Ｂ．ＡＬＬ患者如选择ＣＤ２０单克隆抗体治疗，ＭＲＤ检测时不应仅关注ＣＤ２０阳性异常Ｂ淋巴细胞。
２．Ｔ－ＡＬＬ：胸腺是正常Ｔ淋巴细胞分化发育的主要器官，骨髓和外周血中几乎检测不到幼稚Ｔ淋巴细胞，因此Ｔ－ＡＬＬ的ＭＲＤ检测基本不存在正常幼稚Ｔ淋巴细胞背景的干扰。
在Ｔ－ＡＬＬＭＲＤ检测中，判断骨髓或外周血中是否存在异常幼稚Ｔ淋巴细胞是检测的关键。
根据Ｔ淋巴细胞在胸腺中的抗原表达规律，幼稚Ｔ淋巴细胞相关的标志包括： ＣＤ３４、ｎＴｄＴ、ＣＤ９９、ＣＤｌａ、ＣＤｌ０、ｃｙＣＤ３＋／ｍＣＤ３
一、 ｍＣＤ３一ＣＤ４＋ＣＤ８＋等。
文献报道约９０％ｆｌ勺１Ｔ－ＡＬＬ患者表达ＣＤ９９或ｎＴｄＴ，４０％表达ＣＤ３４，但这些抗原在治疗早期经常出现表达下调。
但是，这些抗原仍是鉴定幼稚Ｔ淋巴细胞较好的标志。
大部分Ｔ．ＡＬＬ患者不表达或低表达ｍＣＤ３，而ｃｙＣＤ３阳性，ＣＤ７多见异常高表达，因此最好采用ｃｙＣＤ３进行设门，“骨架”抗体中应该包含ｍＣＤ３、ｃｙＣＤ３、ＣＤ７、ＣＤ４５。
可 以依据ｍＣＤ３、ｃｙＣＤ３和ＣＤ４５的表达判断是否存在幼稚Ｔ淋巴细胞。
在Ｔ－ＡＬＬ中，ｃＤ５低表达多见，尤其在ＥＴＰ（ｅａｒｌｙＴｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｃｙｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ）中。
ＣＤ２在ｐｒｏ—Ｔ－ＡＬＬ中表达缺失，组合中最好同时包含这些抗原；由于ＣＤ２和ＣＤ７在ＮＫ和Ｔ淋巴细胞中都可以表达，而且部分ＮＫ细胞也 可以表达ｃｙＣＤ３，因此ＭＲＤ检测时最好加入ＣＤ５６和（或）ＣＤｌ６以去除ｃｙＣＤ３＋ｍＣＤ３一ＮＫ细胞群体的干扰。
如果Ｔ－ＡＬＬ初发时表达ＣＤ５６，则也可将ＣＤ５６作为异常抗原。
其他在Ｔ－ＡＬＬ中表达而正常骨髓或外周血Ｔ淋巴细胞一般不表达的抗原，如ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤｌｌ７、ＣＤｌｌｂ和ＣＤ６５等，则可以根据具体情况选用相同荧光素标记。
ＣＤ４４在Ｔ＿ＡＬＬ中常可见异常低表达，也可在ＭＲＤ检测组合中使用。
ＣＤ４和ＣＤ８在Ｔ－ＡＬＬ中可以出现双阴性、双阳性或单阳性，在荧光通道有空余或者通过上述标志不能鉴别异常Ｔ淋巴细胞时，可选择这两种抗原。
文献报道ＣＤ３、ＣＤ４、ＣＤ８、ＣＤ２、ＣＤ５、ＣＤ７治疗后表达较稳定。
１４－”
一，但要注意，只出现ＣＤ３、ＣＤ２、ＣＤ５、ＣＤ７表达强度异常，甚至ＣＤ４＋ＣＤ８＋，也可见于周围型淋巴瘤，只有结合初治时表型，或者同时具有其他幼稚Ｔ淋巴细胞的表型才能判断为ＭＲＤ阳性。
３．ＡＭＬ：髓系原始细胞通常表现为ＣＤ３４＋ＣＤｌｌ７＋或者ＣＤ３４一ＣＤｌｌ７＋，ＨＬＡ．ＤＲ在髓系不同阶段和亚型中表达有所不同。
因此，ＣＤ３４、ＣＤｌｌ７、ＨＬＡ—ＤＲ、ＣＤ４５人选为ＡＭＬ的“骨架”抗体。
另外ＣＤｌ３和ＣＤ３３的表达情况可以较好地区分正常和异常造血，ＣＤ３８在正常原始细胞中高表达，而白血病细胞中常见低表达，尤其是骨髓增生异常综合征转化的ＡＭＬ［７］。
除上述抗原以外，交叉抗原对于区分正常和异常造血很重要，也应该人选，如ＣＤ５６、ＣＤｌ９、ＣＤ２、ＣＤ４和ＣＤ５等。
多个交叉抗原同时表达时可以选用同种荧光素标记。
由于ＣＤ７在ＡＭＬ中表达较为特殊（正常髓系原始细胞中可见低表达），建议单独标记。
同时，初发时若存在非同步抗原表达如ＣＤ３４＋ＣＤｌｌｂ＋、ＣＤ３４＋ＣＤ６４＋、ＣＤ３４＋ＣＤｌ５＋等，ＭＲＤ检测组合中也可将这些抗原入选。
ＣＤｌ２３在ＡＭＬ中可见表达明显上调，ＮＧ２的异常表达在ＡＭＬ中也有一定的发生频率，初发时如果阳性，这两种抗原也可人选。
因为骨髓中ＣＤ３４＋细胞群体主要包含ＣＤｌ０＋Ｂ系原始细胞和ＣＤｌ０一髓系原始细胞，如果检测通道有空余的话，建议ＡＭＬ的ＭＲＤ检测组合中加人ＣＤｌ０，尤其是ＣＤ３４＋ＣＤｌｌ，ｏｗ，－ＡＭＬ，去 / 空堡血遗堂苤圭２Ｑ１２生１２爿笙３８鲞箜１２期￡ｈｉ！』Ｈ！堕！！！！，旦！！！也！丝１２Ｑ１２，ｙ！！．３８：盥！：１２ 除ＣＤＩＯ＋ＣＤ３４＋Ｂ系原始细胞群体更有利于识别异常髓系原始细胞；同时也可以观察骨髓Ｂ系的重建状态“。
对于急性早幼粒细胞白血病（ＡＰＬ）而言，ＰＭＬ．ＲＡＲｅｒ融合基因检测的特异性和灵敏度都显著高于ＦＣＭ，在此不做特别的抗体推荐。
４．ＰＣＮ：ＣＤ３８和ＣＤｌ３８通常用来界定浆细胞群体，ＣＤｌ９和ＣＤ５６可以较好地区分正常和异常浆细胞，ＰＣＮ的“骨架”抗体应包含ＣＤ３８、ＣＤｌ３８、ＣＤ５６、ＣＤｌ９、ＣＤ４５。
正常浆细胞群体ＣＤ３８¨ＣＤｌ３８“且非限制性表达胞质免疫球蛋白ｋａｐｐａ或ｌａｍｂｄａ轻链（ｃｙＫ或ｃｙ九）。
绝大部分正常浆细胞为 ＣＤ１９＋ＣＤ５６一ＣＤ４５＋ＣＤ２０ＣＤ２７＋ＣＤ２８一ＣＤ８１＿ＣＤ１１７
一 ＣＤ２００。
＋，符合典型的正常浆细胞免疫表型特征；有一小部分正常浆细胞（低于总浆细胞群体的３０％）可以ＣＤ１９一或ＣＤ５６＋或ＣＤ４５。
”“或ＣＤ２０＋或ＣＤ２７““或ＣＤ２８＋或ＣＤ２００ｈ１，这些非典型的免疫表型一般不会同时出现，最重要的是ｃｙＫ／ｃｙＸ为非限制性表达。
异常浆细胞的免疫表型可以表现为ＣＤ３８、ＣＤｌ９、ＣＤ４５、ＣＤ２７、ＣＤ８１的异常低表达或不表达，以及ＣＤ２０、ＣＤ２８、ＣＤ５６、ＣＤｌｌ７、ＣＤ２００的异常表达，而且限制性表达ｃｙＫ或ｃｙ九轻链。
ＣＤ８１“”、ＣＤｌｌ７＋和ＣＤ３８”“一般只出现在异常浆细胞中，特异性较高，建议ＭＲＤ检测组合中包含这些抗原。
ＣＤ２７在大 部分正常浆细胞中高表达，而ＰＣＮ中可见表达明显减低，而且发生频率较高，也可包含在检测组合中２２。
３｜。
由于检测胞质免疫球蛋白轻链（ｃｙＫ和ｃｙＸ）需要洗涤、透膜，步骤较多，易造成细胞的丢失，因此国外的有些学者认为在膜抗体检测数量足够多的情况下（这些组合中往往包括ＣＤ２７、ＣＤ８１等８种抗体）可以不用检测ｃｖＫ和ｃｙＸ。
关于是否需要检测ｃｙｔｃ和ｃｙ
九，目前国内外仍存在争议。
本学组专家认为胞质免疫球蛋白轻链的限制性表达对于确定克隆性浆细胞是最直接的证据，在使用抗体相对较少时，还是建议进行检测，因此这两种抗原也纳入骨架抗体中。
异常浆细胞还可以表达ＣＤｌ３、ＣＤ３３等交叉抗原，其他抗原如ＣＤ２８在ＰＣＮ中表达上调，可视仪器配置情况酌情选用。
值得注意的是，部分骨髓瘤患者的异常浆细胞可以低表达或者不表达ＣＤｌ３８，初步设门圈定浆细胞群体时要注意结合其他标志。
（二）ＭＲＤ检测的抗体组合推荐基于目前国内外的报道以及国内各大实验室的经验，本共识对急性白血病以及浆细胞肿瘤的ＭＲＤ检测抗体组合给出了骨架抗体组合及备选抗体的推荐表（表１、２）。
并列出了８色和１０色两种抗体组合，对于大部分ＡＬＬ和ＰＣＮ来说，基本上可以 表１推荐的微小残留病检测抗体组合 注：Ｂ—ＡＬＬ：急性Ｂ淋巴细胞白血病；Ｔ－ＡＬＬ：急性Ｔ淋巴细胞白血病；ＡＭＬ：急性髓系白血病；ＰＣＮ：浆细胞肿瘤；Ｘ：预留通道；８推荐克隆
ＵＣＨＴｌ；６建议选用ＰＥ－ＣＹ５．５标记的单抗；‘推荐克隆１０４Ｄ２，建议选用ＢＶ４２１标记的单抗；。
。
推荐多克隆抗体；’根据仪器配置选择ＢＶ６０５（如ＢＤ公司Ｃａｎｔｏ）或ＥＣＤ（如ＢＣ公司ＮＡＶＩＯＳ） 表２推荐的备选抗体（用于表１中的预留通道检测） 疾病类型 备选抗体 Ｂ。
ＡＬＬＴ－ＡＬＬＡＭＬＰＣＮ ｎＴｄＴ（ｎＴｄＴ－６）、ＣＤ２２、ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤ６６Ｃ、ＣＤ６５、ＣＤｌ５、ＮＧ２（ａｎｔｉ一７．１）、ＣＤｌ２３、ＣＤ７３、ＣＤ３０４、ＣＤ８６、ＣＤ８１、ＣＤ２００等
ｎＴｄＴ（ｎＴｄＴ－６，？ＣＤ４ｊＣＤ８７ＣＤｌｏｉＣＤ３４ｊＣＤｌａ？ＣＤｌ３７ＣＤ３３７ＣＤｌｌ７７ＣＤｌｌｂ？ＣＤ６５７ＣＤ４４等ＣＤ５６７ＣＤｌ９７ＣＤ２７ＣＤ４ｊＣＤ５ｉＣＤ７７ＣＤｌｌｂ？ＣＤ６４７ＣＤｌ５７ＣＤｌ２３７ＮＧ２（ａｎｔｉ一７１，ＩＣＤｌ０等ＣＤｌｌ７７ＣＤ８１７ＣＤ２７ｉＣＤ２８７ＣＤｌ３ＩＣＤ３３７ＣＤ２０ＩＣＤ２２ＩＣＤ２００等 注：Ｂ—ＡＬＬ：急性Ｂ淋巴细胞白血病；Ｔ－ＡＬＬ：急性Ｔ淋Ｅｆｌｔ胞白血病；ＡＭＬ：急性髓系白血病；ＰＣＮ：浆细胞肿瘤。
括号内为推荐克隆 / 生堡血逋堂苤盍２Ｑ！！至１２爿箜３§鲞筮１２塑￡ｂｉ！』Ｈ！坐！！！！：卫！盟坐ｋ１
２Ｑ！！，ｙ！！．３８，盟！．１２ 满足ＭＲＤ检测的需求。
对于ＡＭＬ或者混合表型白血病，因免疫表型较为复杂，如果单管抗体组合不能满足需求，各单位可以因地制宜设计第二或第三管的抗体组合。
推荐组合中的荧光素搭配已由本学组经临床验证是可行的，供参考。
骨架抗体包含明确肿瘤细胞系列来源和分化阶段及高频出现异常表达的抗体，备选抗体则根据患者的初发免疫表型个体化选择。
对于只在特定系列的白血病细胞中表达而在对应的正常细胞中阴性或表达比例较低的抗原（抗原表达呈“无”到“有”模式），如Ｂ．ＡＬＬ中的ＣＤｌ３、ＣＤ３３、ＣＤ６６Ｃ和ＮＧ２，ＰＣＮ中的ＣＤｌｌ７、ＣＤｌ３、ＣＤ３３，在荧光通道有限的情况下，可以同时选用多个同种荧光素标记的不同抗体，如Ｂ—ＡＬＬ中ＣＤ３３一ＰＥ和ＣＤ６６Ｃ—ＰＥ可以同时标记，但考虑到非特异荧光的叠加效应，同时使用的抗体数量一般不超过３个，并且将相对较“亮”的荧光素如ＰＥ或ＡＰＣ留给这些抗体，以提高检测灵敏度。
三、ＭＲＤ检测的相关临床问题有多种因素影响患者的预后分层，如患者的年龄、发病时白细胞计数、白血病亚型、肿瘤细胞的遗传学背景等，这些主要是治疗前相关预后因素。
而白血病ＭＲＤ是一个治疗后相关的预后分层因素，反映的是肿瘤细胞对不同治疗方案的敏感性，因此ＭＲＤ的检测和结果解读与治疗过程中诸多环节密切相关。
各检测中心应与临床进行较好的沟通与衔接，才能在检测样本的选择、检测时问点和检测频率的确定、检测阈值的界定、不同治疗方案对于骨髓造血恢复的影响、挽救治疗的时机选择等方面达到较好共识，进而对ＭＲＤ检测结果的解释和判断更加客观准确，真正实现ＭＲＤ指导下的个体化治疗。
（一）检测样本的选择（骨髓、外周血）由于不同类型恶性血液病的细胞起源、遗传学背景、生物学特征、药物敏感性等因素的影响，化疗后不同时期，骨髓和外周血中肿瘤细胞的清除速率存在不同程度的差异。
在ＡＭＬ的研究中发现，在化疗后早期（３—７ｄ），由于尚未达到形态学缓解，外周血中还存在一定负荷的肿瘤细胞，因此在早期采取创伤性较小的外周血检测，背景细胞的干扰很少，ＭＲＤ检测的敏感性和特异性较高。
通过计算肿瘤负荷下降的速度可以判断其对治疗方案的敏感性，对于疾病的预后分层有一定的指导意义。
而在达到形态学缓解后，骨髓的检测要明显优于外周血检测，二者的检测敏感 性至少相差一个对数级２４之ｎ。
国外的大样本研究证实，Ｔ－ＡＬＬ的ＭＲＤ检测 由于具有比较特异的ＬＡＩＰ，因此较易在骨髓和外周血中检出，Ｔ－ＡＬＬ的ＭＲＤ检测在外周血的检测敏感性大致接近或略低于骨髓（约减低１个对数级），因此在治疗早期骨髓和外周血的检测敏感性接近、８２７。
８。
在Ｂ．ＡＬＬ的ＭＲＤ检测对比研究中发现，外周血的ＭＲＤ检测敏感性比同期骨髓减低了１—３个对数级，因此对于Ｂ—ＡＬＬ的ＭＲＤ检测建议首选骨髓。
另外，由于儿童Ｂ—ＡＬＬ治疗方案已实现标准化，并且方案中已纳入了ＭＲＤ的指导策略，国外对于骨髓样本的抽取强烈推荐选取第一管骨髓，以避免在抽取过程中造成不同程度的外周血稀释，而且建议抽取量不宜过多（一般在２ｍ１左右，＜５ｍ１）。
当然，样本的留取量要保证检测的敏感性，如要达到１０。
的检测敏感性，并以检出≥５０个异常细胞为判断标准，则抽取细胞数需Ｉ＞１×１０７哺，２７。
２…。
（二）检测时间点与频率１．检测时问点与预后判断的相关性：化疗后不同时间点的ＭＲＤ检测对于预后的指导意义不同，大致可分为早期和晚期两个阶段。
第一阶段为诱导治疗后ＭＲＤ监测，用于指导早期危险度分层和下一步巩固治疗策略的选择；第二阶段为巩固治疗后ＭＲＤ监测，用于指导维持治疗的强度以及出现ＭＲＤ水平复发时的挽救治疗策略。
对于ＡＭＬ而言，在诱导治疗后、巩固治疗后、移植前以及移植后的任何时间点的ＭＲＤ阳性都有不同程度的预后价值，一旦出现阳性即意味着治疗不是完全有效并且预示复发的风险增大。
２９。
”。
而对于ＡＬＬ而言，化疗后早期（３个月内）ＭＲＤ阴性提示预后好，早期 ＭＲＤ一＞１０≈或１０。
３提示预后不良；在化疗后期（巩固治疗后、再诱导后及维持治疗的前期）任何水平的ＭＲＤ阳性都提示预后不良。
大宗样本研究显示，儿童ＡＬＬ的ＭＲＤ监测在最初３个月对于分层的指导意义更大）２‘“。
２．检测时间点与骨髓造血恢复的相关性：化疗后骨髓造血细胞的恢复存在明显的时问相关性，化疗后第１５—３３天白细胞计数较低，而化疗后第７９天白细胞计数较高。
因此，化疗后第１５天检测骨髓ＭＲＤ时，因为肿瘤负荷还相对较高，ＭＲＤ阳性检出率受白细胞计数的影响较小；而化疗后第３３天检测ＭＲＤ时，可能由于骨髓中肿瘤细胞和白细胞数量均较低，ＭＲＤ检测敏感性往往≤１０～，因此获取足够的 / 虫堡血煎生苤直２Ｑ！！生１２旦筮３８鲞筮１２期￡地！』出坐ｉ出：旦！！！盟ｂ丛２Ｑ１２：ｙ！！：３８，盟！：１２ 细胞数对于提高检测敏感度很重要。
８３。
在诱导治疗后或移植治疗前期，骨髓中较早恢复的是幼稚髓系细胞，因此对于ＡＭＬ而言，ＭＲＤ检测的背景干扰较大，而Ｂ．ＡＬＬ的检测干扰较小；但在巩固治疗后或移植治疗后期，骨髓中的幼稚细胞以不成熟Ｂ淋巴细胞为主，因此Ｂ．ＡＬＬ的ＭＲＤ检测背景干扰增大，而ＡＭＬ的ＭＲＤ检测的干扰相对较小记”
一。
３．检测频率：由于白血病的遗传学背景、生物学特性不同，导致肿瘤细胞的增殖动力学不一致，因此不同类型的白血病从分子水平复发到血液学复发所需的时间也不尽相同。
所以，ＭＲＤ检测频率的确定很难界定统一标准。
德国多中心ＡＬＬ（ＧｅｒｍａｎＭｕｌｔｉｃｅｎｔｅｒＡＬＬ，ＧＭＡＬＬ）临床试验结果表明，成人Ｐｈ染色体阳性Ｂ—ＡＬＬ从ＭＲＤ转阳到血液学复发的中位时间为４．１个月”“。
而在ＡＭＬ的研究中发现，携带ＲＵＮＸｌ一ＲＵＮＸｌＴｌ融合基因的白血病细胞的平均倍增时间为１４ｄ，携带ＣＢＦ［３．ＭＹＨｌｌ融合基因的白血病细胞的平均倍增时问为３６ｄ，合并ＦＬＴ３一ＩＴＤ突变和ＮＰＭｌ突变的细胞比伴单纯ＮＰＭｌ突变的细胞的平均倍增时间降低了近５０％（７．４ｄ对１５ｄ）＿７｜。
因此，建议根据疾病的不同类型和遗传学特征制定个体化的检测频率。
另外，在不同病种、不同年龄和不同治疗方案下，疾病缓解的持续时间是不同的。
例如儿童Ｂ—ＡＬＬ的疗效较好，缓解持续时间一般较长，只有３５％左右的患儿在２年内复发，因此ＭＲＤ的监测频率可适当减少；而对于儿童Ｔ＿ＡＬＬ，约９５％的患儿在整个治疗过程中都有可能出现复发，因此需要适当增加ＭＲＤ的监测频率；成人ＡＬＬ的缓解持续时间较短，因此增加ＭＲＤ的监测频率有助于预测早期复发。
８。
。
总之，对于复发危险度较高的患者，检测频率要高于复发危险度低的患者。
（三）检测阈值１．ＭＲＤ阈值与预后的相关性：目前，关于ＭＲＤ阈值的研究报道大多是基于ＭＲＤ检测值与临床预后的相关性来确定的。
在ＡＭＬ的临床研究中发现，ＭＲＤ＞３．５×１０。
或１．０×１０。
提示高复发风险和预后不良；而关于ＡＬＬ的研究显示，ＭＲＤ＞１．０ｘ１０。
４或１．０×１０‘３则提示预后不良。
由于在不同研究中，患者人组标准及治疗方案不同、ＭＲＤ检测所依据的异常表型的敏感性及特异性不同，因此不同临床研究结果中的ＭＲＤ阈值不具有可比性，也难于推广。
７
一。
２．检测阈值的界定：从检测的技术角度分析， ＭＲＤ的阳性阈值即阴、阳性界限（ｃｕｔｏｆｆ值）的界定取决于以下几个主要因素：患者自身白血病细胞的ＬＡＩＰ的特异性和敏感度、治疗后不同时间点的样本中正常细胞背景的干扰程度、不同治疗方案对白血病克隆选择性清除和表型漂移的影响等。
只有在检测技术上不断规范和精准界定ＭＲＤ的ｃｕｔｏｆｆ值，才能使ＭＲＤ阈值与临床预后具有更好的相关性和可比性。
ＭＲＤ的检测敏感性通常由以下三个因素决定：①可重复地定量鉴定ＭＲＤ阳性细胞群体的最小细胞数：这个阈值指的是最低定量限（１０ｗｅｒｌｉｍｉｔｏｆｑｕａｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ，ＬＬＯＱ），而不是最低检出限（１ｉｍｉｔｏｆｄｅｔｅｃｔｉｏｎ，ＬＯＤ）。
ＬＬＯＱ＝（可重复地定量鉴定ＭＲＤ阳性群体的最小细胞数／总细胞数）×１００％。
国际上的研究认为２０个细胞是ＬＯＤ的比较保守的值，考虑到计数误差，以９５％可信限上限作为标准，ＬＯＤ＝３０／获取细胞数Ｘ１００％。
而５０个细胞是普遍接受的可重复定量检测的最低细胞数，因此ＬＬＯＱ＝５０／获取细胞数Ｘ１００％。
如果获取５０００００个细胞，则ＬＯＤ和ＬＬＯＱ分别为０．００６％和０．０１％２２’”。
。
＠ＬＡＩＰ的特异性：指区分正常与异常造血的能力，所选ＬＡＩＰ在正常骨髓中的本底水平越低，则特异性越好。
“。
③获取的总细胞数：特异性足够好的话，理论上获取的细胞总数越高，敏感性就越高。
文献报道获取细胞总数达５×１０６时，ＡＬＬ和ＰＣＮＭＲＤ检测的敏感性均可达１０～。
对于ＡＭＬ，由于多数患者的ＬＡＩＰ特异性较低，目前普遍认为敏感性只能达到１０～，但是如果ＬＡＩＰ的特异性较高时，有一部分ＡＭＬ患者的敏感性可以达到１０～，部分患者甚至可以达到１０。
ＬＡＩＰ特异性是影响ＭＲＤ阈值界定的关键因素７。
］。
依据特异性不同，可将ＬＡＩＰ分为２种类型：一种是在正常骨髓中完全不存在而只在白血病细胞上存在的表型，例如抗原表达增强、减弱或缺失，这类ＬＡＩＰ与正常细胞发育轨迹完全没有重叠，因而具有较高的特异性和敏感性。
第二种ＬＡＩＰ是在正常骨髓中存在较低水平的表达，例如ＡＭＬ中存在髓系幼稚细胞低水平表达ＣＤ７或ＣＤ２、ＣＤ３４一ＣＤｌｌ７＋ＣＤｌｌｂ＋表型、ＣＤ３４＋ＣＤ３３＋ＣＤ５６＋表型等，这类表型在化疗后的骨髓恢复期或者外源性生长因子治疗后的正常髓系幼稚细胞上均有可能出现，因而导致其背景值（或噪音）增高，特异性和敏感性降低；而且，不同的ＬＡＩＰ在正常骨髓中表达的背景值也是不同的，因此，需要根据它们在正常骨髓幼稚 / 主堡直遗堂苤盍２Ｑ！！生１２旦笙３８鲞筮１２塑￡ｂｉ！！』Ｈ！坐ｉ！！！：坠！！！坐地１２Ｑ１２：ｙ！！．３８，盟！Ｊ２ 细胞中表达的中位值来分别确定ＭＲＤ检测的ｃｕｔｏｆｆ值。
上述两种ＬＡＩＰ的ｃｕｔｏｆｆ值与检测敏感度之间的相关性是完全不同的。
对于前者，只要把检测质控做好，一旦出现具有ＬＡＩＰ的细胞，在排除非特异性染色后即可认为是白血病细胞，其检出的敏感性与获取的细胞数完全成正比，只要获取足够多的细胞，其敏感性甚至可以达到１０，接近或达到定量ＰＣＲ水平。
而对于第二类ＬＡＩＰ，因为其存在一定的背景值，即使增加获取的细胞数，也不能进一步提高敏感性，只有当检测值高于背景值时才能确定为ＭＲＤ阳性，这给ＭＲＤ检测的标准化带来了极大难度。
因为不同仪器的参数设定、不同的荧光搭配及抗体克隆号的选择均有可能导致同一类型的ＬＡＩＰ在不同实验室之间背景值（即检测ｃｕｔｏｆｆ值）不同。
针对这一类ＬＡＩＰ，国外的学者采取比较治疗前后白血病细胞减少的对数值（Ｌｏｇｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ，ＬＤ）的方法，而不是直接比较ＬＡＩＰ＋细胞比例的变化。
３…。
四、ＭＲＤ检测的质量控制与标准化除去前面提到的多种因素外，ＦＣＭ的质控也至关重要。
如果质控做得不好，直接影响结果的准确性和特异性，因此将质控也纳入本共识中。
本学组同期发布的《白血病／淋巴瘤免疫分型检测质量控制指南》将从分析前、分析中和分析后各检测环节中对检测质量有影响的各技术要点，为临床医师、护理人员、样本运送人员、检测人员和检测报告审核人员提供可操作性强的实施细则，其中任何一个环节的失控都可能导致结果的偏差。
本共识仅根据ＭＲＤ检测的特殊性提出以下注意事项９。
陀，３８，４…，具体的细则还需参照《白血病／淋巴瘤免疫分型检测质量控制指南》。
（一）检测体系的标准化１．仪器的标准化及调整频率：（１）光路校准：每天１次（一般为开机后）利用微球校准散射光和荧光（强度和ＣＶ值）。
对于拥有多台流式细胞仪的实验室，不同仪器之间（包括同一型号）应进行平行比较，每６个月１次。
用不同的仪器检测同一份样本（ＭＲＤ水平接近ＬＯＤ），所测得的结果ＣＶ值不应超过３０％。
（２）荧光补偿校准：荧光补偿与流式细胞仪光电倍增管的电压、增益，激光功率，光学滤片等有关，这些参数有变动时必须马上调整补偿值。
（３）预防交叉污染：检测交叉污染（ｃａｒｒｙｏｖｅｒ）的方法：依次检测以下样本：ＭＲＤ接近ＬＯＤ（一０．０１％）一较高水平ＭＲＤ－－－，ＭＲＤ接近ＬＯＤ，观察前 后两次ＭＲＤ低水平标本结果的一致性；两管之间的交叉污染不能超过检测特异性；交叉污染严重时，应在每个测试管之间插入装有清洁水（三蒸水、去离子水等）的管子进行冲洗，自动上样或孔板上样时尤其要注意。
２．方法学准确性：（１）精确度／重复性：将已知数量的异常细胞混入正常骨髓标本中，３复管进行检测，计算ＣＰ／ｏ，最好＜１０％。
当ＭＲＤ水平很低（如接近ＬＯＤ）Ｈ寸，＜３０％也可以接受。
（２）特异性和敏感性：详见第
二、第三部分。
（３）稳定性：①样本稳定性：取ＭＲＤ水平接近ＬＯＤ的样本，每隔６ｈ监测１次，观察结果的稳定性，以确定样本的稳定性范围。
收到标本后应尽快进行ＭＲＤ检测，对于无法及时进行ＭＲＤ检测的实验室（ＥＤＴＡ抗凝样本＞２４ｈ或者肝素钠抗凝样本＞４８ｈ），必须要保证样本在稳定性范围内进行检测。
如果样本保存时间＞２４ｈ，需进行细胞活力评估，活力＜８５％或９０％时，不予报告结果。
不可替代样本（如骨髓）除外，但需提示标本活力。
活力欠佳的标本，非特异性结合高，某些抗原表达下调（如ＣＤｌ３８），某些脆弱细胞群（如浆细胞群体）很可能会丢失。
标本有凝块时应在报告中注明。
②验证混合抗体使用中的稳定性：正式使用自行配置的多色预混抗体前，应每周１～２次，取接近ＬＯＤ的样本，同时用提前配置的混合抗体和新鲜混合的抗体进行标记，比较结果的一致性，以确认混合抗体的稳定效期。
确定效期后，建议每次根据实际标本量配置混合抗体的份数，尽量在有效期内用完。
（４）数据收集：①建议每管中加入待标记的白细胞总数为２×１０６，上机获取１×１０６个白细胞。
对于ＭＲＤ检测敏感性要求更高的实验室，如预期敏感性为１×１０。
５时，则获取细胞总数需达２×１０６。
②本共识推荐使用全血或全骨髓溶血标记法。
根据预计待标记细胞数量确定所需标本体积：所需标本体积≤１００ｕｌ时，染色后进行红细胞裂解；标本体积＞１００ｕ１时，先裂解红细胞（注意选用不含固定成分的红细胞裂解液，例如氯化铵裂解液），离心富集于１００ｇｌ体系中，方可进行混合抗体染色。
具体的抗体组合优化及染色步骤可参照《白血病／淋巴瘤免疫分型检测质量控制指南》。
（二）检测流程的标准化１．在开展ＭＲＤ检测项目前，必须利用相同的抗体组合至少分析２０份正常对照标本的抗原表达 / 虫堡血遗堂苤盍２Ｑ１２生１２月箜３８鲞筮１２期￡ｂｉ！』Ｈ！坐巫！！：旦！！！婴ｂ丛２Ｑ１２：ｙ！！：３８：盥！：１２ 模式，建立正常骨髓发育模板。
正常对照标本应包含正常和重建（化疗后或移植后）骨髓。
同时计算每种ＬＡＩＰ在正常骨髓中的本底水平（背景值），ＭＲＤ检测时对于某种ＬＡＩＰ而言，只有比例高于该水平才能认为ＭＲＤ阳性。
２．对于有初发免疫分型结果的患者，首选初发时筛选出的异常抗原（尽可能同时监测多种ＬＡＩＰ），对治疗后的骨髓标本进行分析。
注意分析是否存在发病时ＬＡＩＰ＋细胞，同时利用“ＤＦＮ”的方法观察是否存在发生免疫表型变异或克隆转化的异常细胞群体。
３．如果发病时没有进行免疫分型检测，治疗后每次进行ＭＲＤ检测时，都需要遵循“ＤＦＮ”方法，选择较多的抗体，针对同类型白血病出现异常表达频率较高的标志进行检测。
（三）数据分析与报告模式的标准化１．数据分析：（１）初步设门：利用ＣＤ４５／Ｔｉｍｅ散点图选取液流稳定的区间；利用ＦＳＣ．Ｈｅｉｇｈｔ／ＦＳＣ．Ａｒｅａ和ＳＳＣ—Ｈｅｉｇｈｔ／ＳＳＣ—Ａｒｅａ（或ＦＳ—ＩＮＴ／ＦＳ－ＰＥＡＫ和ＳＳ－ＩＮＴ／ＳＳ．ＰＥＡＫ）散点图去除黏连体；利用ＦＳＣ—Ａｒｅａ／ＳＳＣ．Ａｒｅａ散点图去除碎片；先利用特定系列广泛表达的抗原／ＳＳＣ—Ａｒｅａ散点图圈定该系列所有细胞区域， 如ＣＤｌ９／ＳＳＣ、ｃｙＣＤ３／ＳＳＣ、ＣＤｌｌ７／ＳＳＣ圈定所有Ｂ淋巴细胞、Ｔ淋巴细胞群体及幼稚髓细胞群体，用ＣＤ３８／ＣＤｌ３８散点图圈定所有浆细胞群体；再利用ＣＤｌ９／ＣＤ４５、ｃｙＣＤ３／ＣＤ４５、ＣＤｌ１７／ＣＤ４５去除非特异性细胞。
（２）ＭＲＤ表型的鉴别：在分析ＭＲＤ数据时，除了分析初发时的ＬＡＩＰ外，还应鉴别所有“ＤＦＮ”的细胞群体。
初发时若发现多个白血病细胞克隆，即使有些克隆含量很少，在治疗过程中也应该同时跟踪，观察克隆的变化。
一般只有部分抗原在治疗过程中会发生改变，特别是系列成熟度相关抗原，其余抗原则稳定表达，因此同一患者如存在多种ＬＡＩＰ，尽可能同时监测，可避免出现假阴性结果＂３。
利用一系列抗原表达圈定残留白血病细胞群体后，应该再次进行反向设门，将异常细胞群显示 在ＣＤ４５／ＳＳＣ、ＦＳＣ／ＳＳＣ、ＦＳＣ—Ｈｅｉｇｈｔ／ＦＳＣ—Ａｒｅａ等散点图中，观察细胞群体是否集中、分析结果是否准确。
图１和图２所示为ＡＭＬ、Ｔ．ＡＬＬ、Ｂ．ＡＬＬ和骨髓瘤各１例患者治疗后检测ＭＲＤ的结果。
（３）ＭＲＤ水平的计算：计算ＭＲＤ定量结果的方法为异常细胞占所有白细胞或有核细胞的百分 比。
当异常细胞不表达ＣＤ４５时（如ＰＣＮ或部分Ｂ．ＡＬＬ细胞），白细胞数量应包含ＣＤ４５阳性白细胞和阴性区的异常细胞，该计算方法不受红细胞裂解效果和碎片的影响。
有核细胞不仅包含白细胞数量，也包括骨髓中的其他有核成分如有核红细胞，该计算方法受红细胞裂解效果影响较大，裂解过头则分母偏小，裂解不彻底则分母偏大。
利用有核细胞总数作为分母时，建议在反应体系中加入核酸染料（如Ｓｙｔｏ一１６）以准确圈定有核细胞群体，防止成熟红细胞以及碎片等非有核成分造成分母偏大。
２．报告内容及报告形式：（１）报告内容：①检测报告中首先包含患者及标本信息，标本如有凝块，特殊原因未能及时检测或稀释等情况均应注明。
②ＭＲＤ结果报告为“阳性”或“利用所选抗体组合，本次检测未识别出免疫表型异常细胞”。
③ＭＲＤ如果为阳性，应描述报告所见异常细胞数量及异常细胞占白细胞或有核细胞百分比，并描述异常细胞的免疫表型，以对应的正常造血细胞为参照，描述异常细胞的各种抗原表达与否以及表达强度，散射光（ＦＳＣ和ＳＳＣ）信号有异常时也应提示。
④报告获取的白细胞或有核细胞总数。
同时报告方法学ＬＯＤ和（或）ＬＬＯＱ。
⑤报告中应出具一系列散点图，显示异常（亮色突出）和正常细胞群体的抗原表达及散射光信号。
⑥其他内容：ＭＲＤ报告中应显示抗体组合（包括荧光素）、样本制备方法以及仪器型号。
注明红细胞裂解方法，以及有核细胞计数时是否利用核酸染料染色等。
尽可能描述骨髓中正常细胞组分，以反映骨髓重建状态。
（２）报告形式示例：以图１所示的病例为例，报告内容如下：患者及标本信息：略。
仪器型号：ＮＡＶＩＯＳ（Ｂｅｃｋｍａｎ．Ｃｏｕｌｔｅｒ公司，３激光１０色）。
样本制备方法：全骨髓溶血法（氯化铵溶血素：实验室自行配制）。
ＭＲＤ检测选用抗体组合：ＣＤ３８／ＣＤ５６／ＣＤ３４／ＣＤ３３／ＣＤｌｌ７／ＣＤｌ３／ＨＬＡ—ＤＲ／ＣＤｌ０／ＣＤ４５（标记荧光素种类见图中标示）。
散点图：见图１。
结果：共获取４７６６７０个白细胞（ＬＯＤ＝３０／４７６６７０Ｘ１００％＝０．００６％．ＬＬＯＱ＝５０／４７６６７０×１００％＝０．０１％），异常细胞占１．０７％（５０８５个）。
异常免疫表型：ＣＤｌｌ７＋ＣＤ３４”‘ＣＤ３８““ＣＤ５６‘ / 空堡血速生苤盍２Ｑ１２生１２旦筮３８鲞笠１２塑堕ｉ！！』Ｈ！·！！！Ｑ！：旦！！！坐ｂ丛２Ｑ！！！ｙ！！：３８：丛！：丝 藓鹇垂２≥舅［Ｕ昌ｎｇａｔｅｄ黑］：·“～一＾－ｏ２００４００６００８００１０００ＴｌＭＥ 霉寓誉幽堇毒豳０２０（Ｉ∞０６００８００１０００ ０２００４００６００８００１０００ ０＇００１０１ｉ０２１０ ＦＳＩＮＴ ＦＳＩＮＴ ＣＤ４５一ＰＯ Ｅ１０ 出１俨厶６１０’ ８１００ ０ ０ １０’１０２１０３ ＣＤ３８．ＦＩＴＣ １俨１０１０２１０３ＣＤ３４－ＥＣＤ １００１０１１０２１０ＣＤ３４－ＥＣＤ ｌｏｏ１０＇１０２１０ＣＤｌ３一ＡＰＣ １薹暑［Ｍｙｅｌｏｉｄｂｌａｓｔｓ］ＫＪ一［Ｋ：５１６９］礁●］ＢＩ兰毒■ＩＪ］ Ⅵ Ａ】 Ａ２ ［Ｂｌｙｍｐｈｏｃｙｔｅｓ］Ａ３ 【Ｂｌｙｍｐｈｏｃｙｔｅｓ］Ａ４ 【Ｂｔｙｍｐｈｏｃｙｔｅｓ］Ａ５ 【Ｂｌｙｍｐｈｏｅ／ｔｅｓ］Ａ６ 五＿＞∞．６占ｕＢ Ｃ Ａ１一Ａ６：红色细胞群体为异常幼稚Ｂ淋巴细胞，占总白细胞数量的０．０７％．免疫表型为ＣＤｌ９“ＣＤ３４＋ＣＤｌ０ＣＤｌ３一或ＣＤ３３＋ＣＤ３８ｍ“；标本中同时可见正常幼稚Ｂ淋巴细胞群体：ＣＤｌ０一ＣＤ３４一ＣＤｌ９‘（１．１２％，草绿色细胞群）和ＣＤｌ０一ＣＤ３４一ＣＤｌ９一（Ｏ，６８％．天蓝色细胞群）。
ＢＩ—Ｂ６：红色细胞群体为异常幼稚Ｔ淋巴细胞，占总白细胞数量的Ｏ．４３％，免疫表型为ＣＤ７”。
ＣＤ５１ｍＣＤ３ｃｙＣＤ３＋ＣＤ４＋ＣＤ８＋ＣＤ５６；绿色细胞群体为正常Ｔ淋巴细胞。
ｃ１一ｃ６：利用ＣＤｌ３８＋ＣＤ３８＋圈定所有浆细胞群体，红色细胞群体为异常浆细胞，占总白细胞数量的０．１０％，免疫表型为ＣＤｌ３８＋ ＣＤ３８““ＣＤ５６＋Ｄ１９一ＣＤ８１“一ＣＤ２７，ｃｙｘ轻链限制性表达；可见正常浆细胞群体（约占０．１％，绿色细胞群），ｃｙｒ．／ｃｙ耀链非限制性表达 图２
ｌ例急性Ｂ淋巴细胞白血病（Ａ）、急性Ｔ淋巴细胞白血病（Ｂ）和多发性骨髓瘤（Ｃ）患者获得完全缓解后的微小残留病检测结果 / ·１０１０ 空堡血遮堂象圭２Ｑ！！笙１２旦箜３８鲞笠１２翅￡ｂｉ！』Ｈ！！！ｉ！Ｑｌ：旦！！！坐妊１
２Ｑ！！：ｙ！！．３８：盟Ｑ：１２ ＣＤ４５…，ＣＤｌ３和ＣＤ３３表达丧失异质性，为异常髓系原始细胞（见上图红色细胞群体）。
其他：可见正常ＣＤｌ０＋幼稚Ｂ淋巴细胞（１．０％，上图黄色细胞群）和正常ＣＤ３４＋ＣＤｌｌ７＋髓系原始细胞（０．６３％，上图绿色细胞群）。
结论：ＭＲＤ阳性 参加共识讨论的专家：北京大学人民医院（刘艳荣、王亚哲）；天津医科大学总医院（邵宗鸿）；上海交通大学医学院附属瑞金医院（翁香琴）；解放军总医院（王莉莉）；中国医学科学院血液病医院（王慧君）；上海市临床检验中心（徐羁中）；南方医科大学南方医院（冯茹）；第三军医大学新桥医院（张曦）；兰州大学第二医院（张连生）；河南省人民医院（翟亚萍）；首都医科大学宣武医院（万岁桂）；四川大学华西医院（朱焕玲）；苏州大学附属第一医院血液病研究所（朱明清）；山西肿瘤研究所免疫研究室（苏文）；河北燕达医院陆道培血液肿瘤中心（王卉）；江苏省人民医院（吴雨清）；深圳市人民医院（吴铭）；华中科技大学同济医学院附属协和医院（郑金娥）；中国中医科学院西苑医院（许勇钢）；河北医科大学附属第二医院（杨静慈）；山西医科大学第二医院（王宏伟）；中国医科大学附属第一医院（李艳）；广州军区广州总医院（李力）；云南省第一人民医院（沈晓梅）；福建医科大学附属协和医院（李乃农）；第四军医大学附属西京医院（朱华锋）；贵州医科大学附属医院（马莉）；安徽省立医院（王兴兵）；昆明医科大学第一附属医院（杨策尧）；宁夏医科大学附属医院（杨芝红） （执笔：翁香琴、王莉莉）（主审：刘艳荣） 参考文献 ［２］［３］［４］［５］［６］［７］ ＣｒａｉｇＦＥ，ＦｏｏｎＫＡ．Ｆｌｏｗｃｙｔｏｒｎｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｆｏｒ ｈｅｍａｔｏｌｏｇｉｃｎｅｏｐｌａｓｍｓ［Ｊｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００８，１１ｌ（８）：３９４１－３９６７． ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００７－１１—１２０５３５． 四色流式细胞术用于急性白血病免疫分型的中国专家共识
（２０１５年版）［Ｊ］．中华血液学杂志，２０１５，３６（４）：２６５—２７１．ＤＯＩ：１０．３７６０／ｃｍａ．ｊ．ｉｓｓｎ．０２５３—２７２７２０１５．０４．００１．ＨｏｋｌａｎｄＰ’ＯｍｍｅｎＨＢ，Ｍｕｌ６ＭＰ，ｅｔａ１．ＡｄｖａｎｃｉｎｇｔｈｅＭｉｎｉｍａｌＲｅｓｉｄｕａｌＤｉｓｅａｓｅＣｏｎｃｅｐｔｉｎＡｃｕｔｅＭｙｅｌｏｉｄＬｅｕｋｅｍｉａＪＳｅｍｉｎＨｅｍａｔｏｌ，２０１５，５２（３）：１８４—１９２．ＯｓｓｅｎｋｏｐｐｅｌｅＧＪ．ＳｃｈｕｕｒｈｕｉｓＧＪ．ＭＲＤｉｎＡＭＬ：ｉｔｉｓｔｉｍｅｔｏｃｈａｎｇｅｔｈｅｄｅｆｉｎｉｔｉｏｎｏｆｒｅｍｉｓｓｉｏｎ【Ｊｊ．ＢｅｓｔＰｒａｃｔＲｅｓＣｌｉｎＨａｅｍａｔ０１．２０１４．２７（３—４）：２６５—２７１．ＤＯＩ：１０．１０１６／ｊ．ｂｅｈａ．２０１４ １０．００８． ＣａｍｐａｎａＤ．Ｃｏｕｓｔａｎ．ＳｍｉｔｈＥ．Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌ ｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｌｅｕｋｅｍｉａｂｙｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｌＪＪ．Ｃｙｔｏｍｅｔｒｙ， １９９９．３８（４）：１３９．１５２．Ａ１．ＭａｗａｌｉＡ．ＧｉｌｌｉｓＤ．ＬｅｗｉｓＩ．Ｔｈｅｒｏｌｅｏｆｍｕｌｔｉｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｆｏｒｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎ ａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｌＪＪ．ＡｍＪＣｌｉｎＰａｔｈｏｌ，２００９，１３１（１）：１６— ２６．ＤＯＩ：１０．１３０９／ＡＪＣＰ５ＴＳＤ３ＤＺＸＦＬＣＸ． ＪａｓｏＪＭ，ＷａｎｇＳＡ，Ｊｏｒｇｅｎｓｅｎ儿，ｅｔａ１．Ｍｕｌｔｉ—ｃｏｌｏｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｆｏｒｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎＡＭＬ：ｐａｓｔ，ｐｒｅｓｅｎｔａｎｄｆｕｔｕｒｅｌＪｊ．Ｂｏｎｅ ＭａｒｒｏｗＴｒａｎｓｐｌａｎｔ．２０１４．４９（９）：１１２９—１１３８．ＤＯＩ：１０．１０３８／ ｂｍｔ．２０１４．９９． ［８］ ｖａｎＤｏｎｇｅｎＪＪ，ｖａｎｄｅｒＶｅｌｄｅｎＶＨ，ＢｒｆｉｇｇｅｍａｎｎＭ，ｅｔａ１．Ｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｉａｇｎｏｓｔｉｃｓｉｎａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃ ｌｅｕｋｅｍｉａ：ｎｅｅｄｆｏｒｓｅｎｓｉｔｉｖｅ，ｆａｓｔ，ａｎｄｓｔａｎｄａｒｄｉｚｅｄｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ［Ｊ］．Ｂｌｏｏｄ，２０１５，１２５（２６）：３９９６—４００９．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ． ２０１５—０３－５８００２７． ［９］ＷｏｏｄＢＬ．ＰｒｉｎｃｉｐｌｅｓｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎｆｏｒｈｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃｎｅｏｐｌａｓｍｓｂｙｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｌＪｊ．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢ １１０Ｊ ＣｌｉｎＣｙｔｏｍ．２０１６．９０（１）：４７—５３．ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１２３９．ＬｕｃｉｏＰ’ＧａｉｐａＧ，ｖａｎＬｏｃｈｅｍＥＧ，ｅｔａ１．ＢＩＯＭＥＤ—Ｉｃｏｎｃｅｒｔｅｄａｃｔｉｏｎｒｅｐｏｒｔ：ｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｏｆｐｒｅｃｕｒｓｏｒＢ—ＡＬＬｗｉｔｈｓｔａｎｄａｒｄｉｚｅｄｔｒｉｐｌｅ—ｓｔａｉｎｉｎｇｓ．ＢＩＯＭＥＤ一１Ｃｏｎｃｅｒｔ—ｅｄＡｃｔｉｏｎＩｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｏｆＭｉｎｉｍａｌＲｅｓｉｄｕａｌＤｉｓｅａｓｅｉｎＡｃｕｔｅＬｅｕｋｅｍｉａ：ＩｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌＳｔａｎｄａｒｄｉｚａｔｉｏｎａｎｄＣｌｉｎｉｃａｌＥｖａｌｕａｔｉｏｎ ［Ｊ］．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２００１，１５（８）：１１８５—１１９２．１ｌＩ］ＳａｎＭＪＦ，ＶｉｄｒｉａｌｅｓＭＢ，Ｌ６ｐｅｚ—ＢｅｒｇｅｓＣ，ｅｔａ１．Ｅａｒｌｙｉｍｍｕｎｏ— ｐｈｅｎｏｔｙｐｉｃａｌｅｖａｌｕａｔｉｏｎｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｉｄｅｎｔｉｆｉｅｓｄｉｆｆｅｒｅｎｔｐａｔｉｅｎｔｒｉｓｋｇｒｏｕｐｓａｎｄ ｍａｙｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅｔｏｐｏｓｔｉｎｄｕｃｔｉｏｎｔｒｅａｔｍｅｎｔｓｔｒａｔｉｆｉｃａｔｉｏｎｌＪＪ．Ｂｌｏｏｄ．２００１．９８（６）：１７４６—１７５１． １１２ｊ ｖａｎＤｏｎｇｅｎＪＪ，ＬｈｅｒｍｉｔｔｅＬ，Ｂ６ｔｔｃｈｅｒＳ，ｅｔａ１．ＥｕｒｏＦｌｏｗａｎｔｉｂｏｄｙｐａｎｅｌｓｆｏｒｓｔａｎｄａｒｄｉｚｅｄｎｏｄｉｍｅｎｓｉｏｎａｌｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｏｆｎｏｒｍａｌ，ｒｅａｃｔｉｖｅａｎｄｍａｌｉｇｎａｎｔｌｅｕｋｏｃｙｔｅｓ［Ｊ］．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２０１２，２６（９）：１９０８－１９７５．ＤＯＩ： １１３ｊ ｌＯ．１０３８／ｌｅｕ．２０１２．１２０． Ｚｅｉｊｌｅｍａｋｅｒｗ，ＧｒａｔａｍａＪｗ，ＳｃｈｕｕｒｈｕｉｓＧＪＴｕｍｏｒｈｅｔｅｒｏｇｅｎｅ－ｉｔｙｍａｋｅｓＡＭＬａ“ｍｏｖｉｎｇｔａｒｇｅｔ”ｆｏｒｄｅｔｅｃｔｉｏｎｏｆｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅ［Ｊ］．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１４，８６（１）：３—１４．ＤＯＩ： １０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１１３４． 【１４］ＲｏｓｈａｌＭ，ＦｒｏｍｍＪＲ，ＷｉｎｔｅｒＳ，ｅｔａ１．ｈｎｍａｔｕｒｉｔｙａｓｓｏｃｉａｔｅｄａｎｔｉｇｅｎｓａｒｅｌｏｓｔｄｕｒｉｎｇｉｎｄｕｃｔｉｏｎｆｏｒＴｃｅｌｌｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ：ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓｆｏｒｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎ［Ｊ］．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１０，７８（３）：１３９—１４６．ＤＯＩ： １０．１００２／ｃｙｔｏｂ．２０５Ｉ１． ［１５］ＤｗｏｒｚａｋＭＮ，ＧａｉｐａＧ，ＳｃｈｕｍｉｃｈＡ，ｅｔａ１．Ｍｏｄｕｌａｔｉｏｎｏｆａｎｔｉ— ｇｅｎｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｉｎＢ—ｃｅｌｌｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａｄｕｒｉｎｇｉｎｄｕｃｔｉｏｎｔｈｅｒａｐｙｉｓｐａｒｔｌｙｔｒａｎｓｉｅｎｔ：ｅｖｉｄｅｎｃｅｆｏｒａｄｒｕｇ—ｉｎｄｕｃｅｄｒｅｇｕｌａｔｏｒｙｐｈｅｎｏｍｅｎｏｎ．ＲｅｓｕｌｔｓｏｆｔｈｅＡＩＥＯＰ－ＢＦＭ— ＡＬＬ—ＦＬＯＷ－ＭＲＤ—ＳｔｕｄｙＧｒｏｕｐｌＪｊ．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１０．７８（３）：１４７—１５３．ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２０５１６．【１６ｊＷｅｎｇＸＱ，ＳｈｅｎＹ，ＳｈｅｎｇＹｅｔａ１．Ｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅｏｆ 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１２ｌＪＣｈａｎｔｅｐｉｅＳＰ，ＰａｒｉｅｎｔｉＪＪ，Ｓａｌａｕｎｖ’ｅｔａ１．Ｔｈｅｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃｖａｌｕｅｏｆｈｅｍａｔｏｇｏｎｅｓｉｎｐａｔｉｅｎｔｓｗｉｔｈａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ［Ｊ］．ＡｍＪＨｅｍａｔ０１．２０１６，９１（６）：５６６—５７０．ＤＯＩ：１０．１００２／ａｊｈ．２４３５０． ［２２］ＡｒｒｏｚＭ，ＣａｍｅＮ，ＬｉｎＰ＇ｅｔａ１．Ｃｏｎｓｅｎｓｕｓｇｕｉｄｅｌｉｎｅｓｏｎｐｌａｓｍａ ｃｅｌｌｍｙｅｌｏｍａｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅａｎａｌｙｓｉｓａｎｄｒｅｐｏｒｔｉｎｇ ｌＪｊ．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１６，９０（１）：３１－３９．ＤＯＩ： １０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１２２８． ［２３］ＴｅｍｂｈａｒｅＰＲ，ＹｕａｎＣＭ，ＶｅｎｚｏｎＤ，ｅｔａ１．Ｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎｏｆａｂｎｏｒｍａｌａｎｄｎｏｒｍａｌｐｌａｓｍａｃｅｌｌｓｉｎｔｈｅｂｏｎｅｍａｒｒｏｗｉｎｐａｔｉｅｎｔｓｗｉｔｈｍｕｌｔｉｐｌｅｍｙｅｌｏｍａａｎｄｉｔｓｐｒｅｃｕｒｓｏｒ ｄｉｓｅａｓｅｓｌＪＪ．ＬｅｕｋＲｅｓ，２０１４，３８（３）：３７１—３７６．ＤＯＩ：１０．１０１６／ｊ． １ｅｕｋｒｅｓ．２０１３．１２．００７． ［２４］Ｖａｉｎｓｔｅｉｎｖ，ＢｕｃｋｌｅｙＳＡ，ＳｈｕｋｒｏｎＯ，ｅｔａ１．Ｒａｐｉｄｒａｔｅｏｆ ｐｅｒｉｐｈｅｒａｌｂｌｏｏｄｂｌａｓｔｃｌｅａｒａｎｃｅａｃｃｕｒａｔｅｌｙｐｒｅｄｉｃｔｓｃｏｍｐｌｅｔｅ ｒｅｍｉｓｓｉｏｎｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｌＪＪ．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２０１４，２８（３）：７１３—７１６．ＤＯＩ：１０．１０３８／ｌｅｕ．２０１３．３４１． １２５ｊ ＳｈｏｎＮＪ，ＢｅｎｔｏｎＣＢ，ＣｈｅｎＨＣ，ｅｔａ１．Ｐｅｒｉｐｈｅｒａｌｂｌｏｏｄｂｌａｓｔｃｌｅａｒａｎｃｅｉｓａｎｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃｆａｃｔｏｒｆｏｒｓｕｒｖｉｖａｌａｎｄ ｒｅｓｐｏｎｓｅｔｏａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｉｎｄｕｃｔｉｏｎｃｈｅｍｏｔｈｅｒａｐｙＥＪ］．ＡｍＪＨｅｍａｔｏｌ，２０１６，９１（１２）：１２２１－１２２６．ＤＯＩ：１０．１００２／ａｊｈ． ２４５００． ［２６］ＨｏｋｌａｎｄＰ’ＯｍｍｅｎＨＢ，ＮｙｖｏｌｄＣＧ，ｅｔａｌＳｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙｏｆ ｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋａｅｍｉａｉｎｆｉｒｓｔｒｅｍｉｓｓｉｏｎ－·－·ｍｅｔｈｏｄｏｌｏｇｉｅｓｉｎｒｅｌａｔｉｏｎｔｏｔｈｅｉｒｃｌｉｎｉｃａｌｓｉｔｕａｔｉｏｎ ［Ｊ］．ＢｒＪＨａｅｍａｔｏｌ，２０１２，１５８（５）：５６９．５８０．ＤＯＩ：１０．１１１１／ｊ．１３６５－２１４１．２０１２．０９２０３．ｘ．［２７］ｖａｎｄｅｒＶｅｌｄｅｎＶＨ，ＪａｃｏｂｓＤＣ，ＷＯｋｈｕＯｓＡＪ，ｅｔａ１．Ｍｉｎｉｍａｌ ｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｌｅｖｅｌｓｉｎｂｏｎｅｍａｒｒｏｗａｎｄｐｅｒｉｐｈｅｒａｌｂｌｏｏｄａｒｅｃｏｍｐａｒａｂｌｅｉｎｃｈｉｌｄｒｅｎｗｉｔｈＴｃｅｌｌａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃ ｌｅｕｋｅｍｉａ（ＡＬＬ），ｂｕｔｎｏｔｉｎｐｒｅｃｕｒｓｏｒ－Ｂ－ＡＬＬ［Ｊ］Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２００２．１６（８）：１４３２－１４３６．ＤＯＩ：１０．１０３８／ｓｊ．１ｅｕ．２４０２６３６［２８］Ｃｏｕｓｔａｎ—ＳｍｉｔｈＥ，ＳａｎｃｈｏＪ，ＨａｎｃｏｃｋＭＬ，ｅｔａ１．Ｕｓｅｏｆｐｅｒｉｐｈｅｒ— ａ１ｂｌｏｏｄｉｎｓｔｅａｄｏｆｂｏｎｅｍａｒｒｏｗｔｏｍｏｎｉｔｏｒｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎ ｃｈｉｌｄｒｅｎｗｉｔｈａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａｌＪＪ．Ｂｌｏｏｄ，２００２，１００（７）：２３９９．２４０２．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００２—０４—１１３０．［２９］ＧｒｉｍｗａｄｅＤ，ＦｒｅｅｍａｎＳＤ．Ｄｅｆｉｎｉｎｇｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎ ａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ：ｗｈｉｃｈｐｌａｔｆｏｒｍｓａｒｅｒｅａｄｙｆｏｒ”ｐｒｉｍｅ ｔｉｍｅ”？ｌＪＪ．Ｂｌｏｏｄ，２０１４，１２４（２３）：３３４５—３３５５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ ｂｌｏｏｄ．２０１４—０５—５７７５９３． ［３０］ＴｅｒｗｉｊｎＭ，ｖａｎＰｕｔｔｅｎｗＬ，ＫｅｌｄｅｒＡ，ｅｔａ１．Ｈｉｇｈｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃ ｉｍｐａｃｔｏｆｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｅｔｅｃｔｉｏｎｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ：ｄａｔａｆｒｏｍｔｈｅＨＯＶＯＮ／ＳＡＫＫＡＭＬ ４２Ａｓｔｕｄｙ［Ｊ］．ＪＣｌｉｎＯｎｃｏｌ，２０１３，３１（３１）：３８８９—３８９７．ＤＯＩ： １０．１２００／ＪＣＯ．２０１２．４５．９６２８．３ｌ】ＰａｉｅｔｔａＥ．ＭｉｎｉｍａＩｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａ： ｃｏｍｉｎｇｏｆａｇｅ［Ｊ］．ＨｅｍａｔｏｌｏｇｙＡｍＳｏｃＨｅｍａｔｏｌＥｄｕｃ Ｐｒｏｇｒａｍ．２０１２．２０１２：３５—４２ＤＯＩ：１０．１１８２／ａｓｈｅｄｕｃａｔｉｏｎ一２０１２．１．３５． ［３２］ｖａｎＤｏｎｇｅｎＪＪ，ＳｅｒｉｕＴ’Ｐａｎｚｅｒ－ＧｒｉｉｍａｙｅｒＥＲ，ｅｔａ１．Ｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃ ｖａｌｕｅｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃ ｌｅｕｋａｅｍｉａｉｎｃｈｉｌｄｈｏｏｄ【Ｊ１．Ｌａｎｃｅｔ，１９９８，３５２（９１４２）：１７３１－１７３８．ＤＯＩ：１０．１０１６１Ｓ０１４０．６７３６（９８）０４０５８—６．［３３］ＢｏｒｏｗｉｔｚＭＪ，ＤｅｖｉｄａｓＭ，ＨｕｎｇｅｒＳＰ，ｅｔａ１．Ｃｌｉｎｉｃａｌｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ ｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎｃｈｉｌｄｈｏｏｄａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａａｎｄｉｔｓｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｔｏｏｔｈｅｒｐｒｏｇｎｏｓｔｉｃｆａｃｔｏｒｓ：ａ Ｃｈｉｌｄｒｅｎ’ｓＯｎｃｏｌｏｇｙＧｒｏｕｐｓｔｕｄｙｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００８，１１１（１２）： ５４７７—５４８５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ．２００８．０ｌ一１３２８３７． ［３４］ＢａｓｓｏＧ，ＶｅｌｔｒｏｎｉＭ，ＶａｌｓｅｃｃｈｉＭＧ，ｅｔａ１．Ｒｉｓｋｏｆｒｅｌａｐｓｅｏｆ ｃｈｉｌｄｈｏｏｄａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａｉｓｐｒｅｄｉｃｔｅｄｂｙｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｉｃｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｏｆｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｏｎｄａｙ１５ｂｏｎｅ ｍａｒｒｏｗ［Ｊ］．ＪＣｌｉｎＯｎｃｏｌ，２００９，２７（３１）：５１６８．５１７４．ＤＯＩ １０．１２００／ＪＣＯ．２００８２０．８９３４． ［３５］Ｓ￡ｄｅｋＬ，ＢｕｌｓａＪ，ＳｏｎｓａｌａＡ，ｅｔａ１．Ｔｈｅｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｅｓｏｆ ｂｌａｓｔｃｅｌｌｓｉｎＢ－ｃｅｌｌｐｒｅｃｕｒｓｏｒａｃｕｔｅｌｙｍｐｈｏｂｌａｓｔｉｃｌｅｕｋｅｍｉａ： ｈｏｗｄｉｆｆｅｒｅｎｔａｒｅｔｈｅｙｆｒｏｍｔｈｅｉｒｎｏｒｍａｌｃｏｕｎｔｅｒｐａｒｔｓ？ｌＪＪ． ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ．２０１４．８６（５）：３２９—３３９．ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１１７６．［３６］ＲａｆｔＴ，Ｇ６ｋｂｕｇｅｔＮ，ＬｆｉｓｃｈｅｎＳ，ｅｔａ１．Ｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｌａｐｓｅｉｎａｄｕｌｔｓｔａｎｄａｒｄ—ｒｉｓｋＡＬＬｐａｔｉｅｎｔｓｄｅｔｅｃｔｅｄｂｙｐｒｏｓｐｅｃｔｉｖｅＭＲＤｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇｄｕｒｉｎｇａｎｄａｆｔｅｒｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅｔｒｅａｔｍｅｎｔ：ｄａｔａｆｒｏｍｔｈｅＧＭＡＬＬ０６／９９ａｎｄ０７／０３ｔｒｉａｌｓｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００７，１０９（３）： ９１０—９１５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００６—０７－０３７０９３． ［３７］ＯｍｍｅｎＨＢ，ＳｃｈｎｉｔｔｇｅｒＳ，ＪｏｖａｎｏｖｉｃＪｖ，ｅｔａ１．Ｓｔｒｉｋｉｎｇｌｙｄｉｆｆｅｒ—ｅｎｔｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｌａｐｓｅｋｉｎｅｔｉｃｓｉｎＮＰＭｌｃ．ＰＭＬ—ＲＡＲＡ．ＲＵＮＸｌ一ＲＵＮＸｌＴｌ，ａｎｄＣＢＦＢ—ＭＹＨｌｌａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｓｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ．２０１０．１１５（２）：１９８—２０５．ＤＯＩ：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ－２００９—０４－ ２１２５３０． ［３８］ＯｌｄａｋｅｒＴＡ，ＷａｌｌａｃｅＰＫ，ＢａｒｎｅｔｔＤＦｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｑｕａｌｉｔｙ ｒｅｑｕｉｒｅｍｅｎｔｓｆｏｒｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇｏｆｍｉｎｉｍａｌｄｉｓｅａｓｅｉｎｐｌａｓｍａｃｅｌｌ ｍｙｅｌｏｍａ［Ｊ］．ＣｙｔｏｍｅｔｒｙＢＣｌｉｎＣｙｔｏｍ，２０１６，９０（１ｊ：４０—４６． ＤＯＩ：１０．１００２／ｃｙｔｏ．ｂ．２１２７６． ［３９］Ｋｅｒｎｗ，ＶｏｓｋｏｖａＤ，ＳｃｈｏｃｈＣ，ｅｔａ１．Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎｏｆｒｅｌａｐｓｅ ｒｉｓｋｂａｓｅｄｏｎａｓｓｅｓｓｍｅｎｔｏｆｍｉｎｉｍａｌｒｅｓｉｄｕａｌｄｉｓｅａｓｅｄｕｒｉｎｇｃｏｍｐｌｅｔｅｒｅｍｉｓｓｉｏｎｂｙｍｕｌｔｉｐａｒａｍｅｔｅｒｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｒｙｉｎ ｕｎｓｅｌｅｃｔｅｄｐａｔｉｅｎｔｓｗｉｔｈａｃｕｔｅｍｙｅｌｏｉｄｌｅｕｋｅｍｉａｌＪｊ．Ｂｌｏｏｄ，２００４．１０４（１０）：３０７８—３０８５．Ｄ０１：１０．１１８２／ｂｌｏｏｄ一２００４－０３—１０３６．［４０］ＫａｌｉｎａＴ’Ｆｌｏｒｅｓ—ＭｏｎｔｅｒｏＪ，ｖａｎｄｅｒＶｅｌｄｅｎＶＨ，ｅｔａ１．ＥｕｒｏＦｌｏｗ ｓｔａｎｄａｒｄｉｚａｔｉｏｎｏｆｆｌｏｗｃｙｔｏｍｅｔｅｒｉｎｓｔｒｕｍｅｎｔｓｅＲｉｎｇｓａｎｄ ｉｍｍｕｎｏｐｈｅｎｏｔｙｐｉｎｇｐｒｏｔｏｃｏｌｓｌＪｊ．Ｌｅｕｋｅｍｉａ，２０１２，２６（９）： １９８６—２０１０．ＤＯＩ：１０．１０３８／ｌｅｕ．２０１２．１２２． （收稿日期：２０１７．０９—０７）（本文编辑：王叶青） /
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